แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดสำหรับประเทศไทย

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 41 การประเมินความรุนแรงผู้ป่วยงูที่มีพิษต่อระบบเลือดกัด (ตารางที่ 5.2) ตารางที่ 5.2 การประเมินความรุนแรงของผู้ป่วยที่ถูกงูพิษต่อระบบโลหิตกัด(9) ความ รุนแรง อาการบวม ecchymosis platelet count 20WBCT เลือดออก ตามระบบ น้อย ข้ามน้อยกว่า 1 ข้อ ไม่มี ปกติ ปกติ ไม่มี ปานกลาง ข้ามมากกว่า 1 ข้อ มี ลดลง ยาว ไม่มี มาก ข้ามมากกว่า 1 ข้อ มี ลดลง ยาว มี การสังเกตอาการ ผู้ป่วยที่ถูกงูพิษกัด บ่อยครั้งยังไม่มีอาการเมื่อมาถึงโรงพยาบาล แต่อาจ มีอาการรุนแรงตามมาได้ จึงต้องสังเกตอาการต่อเสมอ ผู้ป่วยที่มีความเป็นไปได้ ว่าอาจถูกงูที่มีพิษรุนแรง เช่น งูพิษต่อระบบประสาท หรืองูแมวเซากัด ควรรับ ตัวผู้ป่วยไว้สังเกตอาการในโรงพยาบาลแม้ยังไม่มีอาการ ถ้าสงสัยงูพิษต่อระบบเลือดควรสังเกตอาการจนครบ 3 วันหลังถูกกัด เนื่องจาก อาการแสดงอาจช้า(2,10) ผู้ป่วยควรได้รับการตรวจร่างกายและตรวจ CBC และการ แข็งตัวของเลือด (PT หรือ 20WBCT) อย่างน้อย วันละ 2 ครั้งในวันแรก และวันละครั้ง ในวันต่อไป และถ้ามีความผิดปกติมากขึ้น เช่น บวมมากขึ้นอย่างรวดเร็ว หรือมีอาการ เลือดออก ควรตรวจซ้ำทันที ผู้ป่วยงูเขียวหางไหม้และงูกะปะกัด แบบไม่รุนแรง (ตามตารางที่ 5.2) อาจตรวจติดตามวันละครั้งแบบผู้ป่วยนอก แต่ถ้ามีเลือดออกให้มาก่อนนัด ผู้ป่วยงูแมวเซากัด ควรรับไว้ในโรงพยาบาล ตรวจ CBC การแข็งตัวของเลือด และหน้าที่ไตเป็นระยะทุกวัน เนื่องจากอาจเกิดภาวะไตวาย

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 42 การใช้เซรุ่มต้านพิษงู (Snake antivenom) การใช้เซรุ่มต้านพิษงู ในประเทศไทยเนื่องจากเกรงผลข้างเคียงของเซรุ่มและพบว่าประมาณร้อยละ 50 ของงูพิษกัดไม่ปล่อยพิษ (dry bite) จึงให้เซรุ่มแก่ผู้ป่วยที่มีอาการแสดงตามระบบ หรือผลทางห้องปฏิบัติการที่แสดงว่าได้รับพิษเท่านั้น ข้อบ่งชี้ในงูที่มีพิษผลต่อระบบโลหิต มีข้อใดข้อหนึ่งในต่อไปนี้(14) 1. มีเลือดออกตามระบบ 2. 20WBCT นานกว่า 20 นาที หรือ มี PT ยาว 3. เกล็ดเลือดต่ำกว่า 50 x 103 /ลบ.มม. 4. มีอาการปวดบวมเฉพาะที่อย่างรุนแรง สงสัยภาวะ compartment syndrome ขนาดยา คือ ครั้งละ 3 ขวด หลังได้เซรุ่มควรตรวจการแข็งตัวของเลือดที่ 6 ชั่วโมงหลังให้ ถ้า PT ยังยาว หรือ 20WBCT ยังมากกว่า 20 นาที ให้ antivenom ซ้ำ ทำเช่นนี้จนกว่าค่าจะปกติ ประสิทธิภาพของเซรุ่มในการรักษาผู้ป่วยที่ถูกงูพิษกัด หลังจากให้เซรุ่มแก้พิษงูที่ตรงชนิดแล้ว ผลการตรวจ PT, 20WBCT ที่ยาว ผิดปกติ จะสั้นลงหรือปกติภายใน 6-12 ชั่วโมง(4,8) ส่วนผู้ที่ถูกงูแมวเซากัดและมีอาการ ไตวาย เซรุ่มอาจจะไม่สามารถยับยั้งอาการไตวายที่เกิดขึ้นไปแล้ว แต่การให้เซรุ่มก่อน ไตวายสามารถป้องกันภาวะไตวายได้ นอกจากนี้ เซรุ่มสามารถเร่งการ ยุบบวมของแผล งูเขียวหางไหม้กัดได้อย่างมีนัยสำคัญใน 24 ชั่วโมงแรกหลังได้เซรุ่ม แต่หลังจากวันแรก แล้วผลการลดบวมไม่ต่างจากยาหลอก(15) จึงไม่จำเป็นต้องให้ในรายที่บวมไม่รุนแรง แต่ในรายที่สงสัยว่าอาจเกิด compartment syndrome การให้เซรุ่มอาจมีประโยชน์ ในการเร่งการยุบบวม ส่วนผลในด้านเนื้อตายนั้นพบว่าเซรุ่มให้ผลไม่ดีในการป้องกัน ภาวะแทรกซ้อนนี้(16) สำหรับขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์ แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ และขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ให้ดูในบทที่ 8

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 43 เอกสารอ้างอิง 1. Rojnuckarin P. Snakebite-induced coagulopathy and bleeding disorders. In: Kini RM, Clemetson KJ, Markland FS, McLane MA, Morita T, eds. Toxins and hemostasis: from Bench to Bedside. New York: Springer, 2010; 699-710. 2. Rojnuckarin P, Mahasandana S, Intragumtornchai T, Swasdikul D, Sutcharitchan P. Moderate to severe cases of green pit viper bites in Chulalongkorn hospital. Thai J Hematol Transfus Med 1996; 6: 199-205. 3. Pongpit J, Limpawittayakul P, Juntiang J, Akkawat B, Rojnuckarin P. The role of prothrombin time (PT) in evaluating green pit viper (Cryptelytropssp) bitten patients. Trans R Soc Trop Med Hyg 2012; 106: 415-8. 4. Isbister GK, Maduwage K, Shahmy S, Mohamed F, Abeysinghe C, Karunathilake H, Ariaratnam CA, Buckley NA. Diagnostic 20-min whole blood clotting test in Russell’s viper envenoming delays antivenom administration. QJM2013; 106: 925-32. 5. Ratnayake I, Shihana F, Dissanayake DM, Buckley NA, Maduwage K, Isbister GK. Performance of the 20-minute whole blood clotting test in detecting venom induced consumption coagulopathy from Russell’s viper (Daboia russelii) bites. Thromb Haemost 2017; 117: 500-7. 6. Mahasandana S, Rungruxsirivorn Y, Chantarangkul V. Clinical manifestations of bleeding following Russell’s viper and Green pit viper bites in adults. Southeast Asian J Trop Med Public Health 1980;11: 285-93. 7. Rojnuckarin P, Mahasandana S, Intragumtornchai T, Sutcharitchan P, Swasdikul D. Prognostic factors of green pit viper bites. Am J Trop Med Hyg 1998; 58: 22-5. 8. Thiansookon A, Rojnuckarin P. Low incidence of early reactions to horse-derived F(ab’)2 antivenom for snakebites in Thailand. Acta Trop 2008; 105:203-5.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 44 9. Warrell DA, Davidson NMcD, Greenwood BM, Ormerod LD, Pope HM, Watkins BJ, Prentice CR. Poisoning by bites of the saw-scaled or carpet viper (Echiscarinatus) in Nigeria. Q J Med 1977; 46(181):33-62. 10. Sano-Martins IS, Fan HW, Castro SC, Tomy SC, Franca FO, Jorge MT, et al. Reliability of the simple 20 minute whole blood clotting test (WBCT20) as an indicator of low plasma fibrinogen concentration in patients envenomed by Bothrops snakes. Butantan Institute Antivenom Study Group. Toxicon 1994;32(9):1045-50. 11. WHO guidelines for the management of snakebites, 2nd ed.2016. Available from http://apps.who.int/iris/handle/10665/249547 12.Rojnuckarin P, Intragumtornchai T, Sattapiboon R, Muanpasitporn C, Pakmanee N, Khow O, Swasdikul D. The effects of green pit viper (Trimeresurus albolabris and Trimeresurus macrops) venom on the fibrinolytic system in human. Toxicon 1999; 37: 743-55. 13. Mahasandana S, Ratananda S, Akkawat B. Ecchymosis as a clinical predictor in green pit viper’s bite. In: Gophalakrishnakone P, Tan CK, eds. Progress in venom and toxic research. Singapore: National University of Singapore Press; 1987: p. 60-5. 14. พลภัทร โรจน์นครินทร์, สุชัย สุเทพารักษ์. แนวทางการดูแลรักษาผู้ป่วยถูกงูพิษกัด ใน: สุดา สีบุญเรือง, สุชัย สุเทพารักษ์, วิศิษฎ์ สิตปรีชา, บรรณาธิการ. แนวทางการ ดูแลรักษาผู้ป่วยถูกงูกัดและได้รับพิษจากสัตว์. กรุงเทพมหานคร: หจก เพนตากอน แอ็ดเวอร์ไทซิ่ง 2555; 24-32. 15.Rojnuckarin P, Chanthawibun W, Noiphrom J, Pakmanee N, Intragumtornchai T. A randomized, double blind, placebo-controlled trial of antivenom for local effects of green pit viper bites. Trans R Soc Trop Med Hyg 2006; 100: 879-84. 16. Chotenimitkhun R, RojnuckarinP. Systemic antivenom and skin necrosis after green pit viper bites. Clin Toxicol 2008; 46: 122-5.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 45 บทที่ 6 ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ศ.พญ.นงนุช สิระชัยนันท์ ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด มักมีปัจจัยเสี่ยงที่แบ่งได้เป็น 2 ประเภท ดังนี้ 1. ปัจจัยเสี่ยงแต่กำเนิด (congenital risk factor) ได้แก่ ความผิดปกติของ - Protein C (PC) - Protein S (PS) - Antithrombin (AT) - Factor V Leiden - Prothrombin G20210A - Factor VIII - Homocysteine - Lipoprotein (a) 2. ปัจจัยเสี่ยงที่เกิดขึ้นในภายหลัง (acquired risk factor) ที่ยังไม่สามารถยืนยันว่า เกี่ยวข้องกับพันธุกรรมหรือไม่ (undetermined risk factor) ได้แก่ - Antiphospholipid antibody ประกอบด้วย • Lupus anticoagulant • Anticardiolipin antibody • Anti ß2 glycoprotein I antibody - Homocysteine - Factor VIII ภาวะพร่อง protein C (PC deficiency) PC เป็น vitamin K dependent anticoagulation protein ที่จับกับ ตัวรับ endothelial protein C receptor (EPCR) ในเลือดจะถูกกระตุ้นด้วย thrombin ที่จับกับ thrombomodulin ที่เซลล์เยื่อบุหลอดเลือดกระตุ้น PC ให้อยู่ในรูป activated form โดยมี PS เป็นตัวประกอบร่วม (cofactor) จะหยุดยั้งการทำงานของ factor Va และ VIIIa

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 46 อุบัติการณ์ของภาวะพร่อง PC ในประชากรทั่วไป พบอัตราเฉลี่ยร้อยละ 0.03 ถึง 0.05 และพบประมาณร้อยละ 0.6-19 ของผู้ป่วยที่มีปัญหาหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ในหลอดเลือดดำ ทั้งนี้ขึ้นกับเชื้อชาติของผู้ป่วย(1) มีโอกาสพบในกลุ่มประชากรทั่วไป ในเอเชียมากกว่าชาวผิวขาว โดยพบร้อยละ 0.3-0.6(2) และผู้ป่วยที่มีภาวะพร่อง PC มีโอกาส เกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดสมองราว 7-9 เท่า(3,4) ในประเทศไทยพบความชุกของภาวะพร่อง PC ในประชากรประมาณร้อยละ 0.27(5) และพบความชุกในผู้ใหญ่ที่มีปัญหาภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดร้อยละ 8.9(6) และใน ผู้ป่วยเด็กที่มีปัญหาหลอดเลือดมีลิ่มเลือดร้อยละ 6 ภาวะพร่อง PC มีการถ่ายทอดทางพันธุกรรมแบบยีนเด่น (autosomal dominance) วินิจฉัยได้จากการวัดระดับ PC activity ภาวะพร่อง PC ทำให้มีความเสี่ยงในการเกิด ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดทั้งในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดแดง ปัจจัยที่เกี่ยวข้องกับ การควบคุมการสร้าง PC ได้แก่ อายุ พบว่าเด็กจะมีการสร้าง PC ได้เท่ากับระดับที่พบใน ผู้ใหญ่เมื่ออายุ 5-11 ปี(7) ปัจจุบันพบการกลายพันธุ์ประมาณ 200 ชนิด ชนิดที่พบบ่อย ในแถบเอเชีย ได้แก่ p.R147W ซึ่งเกิดจากการเปลี่ยน amino acid จาก arginine ไปเป็น tryptophan และ p.K150del(8) เกิดจากการขาดหายของ lysine ที่ตำแหน่ง 150 จากการรวบรวมผู้ป่วยเด็กที่เข้ารับการรักษาที่ภาควิชากุมารเวชศาสตร์ คณะ แพทยศาสตร์โรงพยาบาลรามาธิบดี ที่มีภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด 190 ราย พบภาวะ heterozygous R147W ร้อยละ 9.5 เมื่อเทียบกับกลุ่มควบคุมจำนวนทั้งสิ้น 485 ราย พบ heterozygous R147W เพียงร้อยละ 2.6 และเพิ่มความเสี่ยงของภาวะหลอดเลือด มีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำ และโพรงหลอดเลือดดำสมอง ดังนั้น จึงแนะนำให้มีการตรวจ คัดกรองความผิดปกติระดับอณูพันธุศาสตร์ของ p.R147W ในประชากรไทยที่มีปัญหา ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ทั้งนี้ เนื่องจากระดับ PC ในผู้ป่วย heterozygous R147W บางรายมีค่าใกล้เคียงกับคนปกติ ภาวะพร่อง PC แบ่งเป็น 2 ชนิดคือ 1. Type I (quantitative deficiency) มีการลดลงของ PC antigen และ activity พบได้บ่อยกว่า type II 2. Type II (qualitative deficiency) มีการลดลงของ PC activity แต่ปริมาณ antigen อยู่ในเกณฑ์ปกติ

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 47 การตรวจทางพันธุกรรมสามารถบ่งบอกความผิดปกติของยีน เพื่อให้คำปรึกษา ทางพันธุกรรม เนื่องจากผู้ป่วยที่มีภาวะพร่อง PC จะมีความเสี่ยงในการเกิดโรคซ้ำ และ เพื่อใช้ในการวินิจฉัยโรคแก่ทารกในครรภ์ (prenatal diagnosis) ในกรณีที่ทารกมีโอกาส เกิดภาวะพร่อง PC ชนิดรุนแรง ซึ่งพบประมาณ 1:500,000-750,000 ต่อประชากร ทารกแรกเกิด มีการถ่ายทอดแบบยีนด้อย autosomal recessive สาเหตุเกิดจากการ กลายพันธุ์แบบ homozygous mutation หรือ compound heterozygous mutation จากรายงานในประเทศไทยพบทารก 3 รายที่มีอาการ purpura fulminans ซึ่งเป็นลักษณะรอยโรคสีแดงคล้ำ และเปลี่ยนเป็นสีดำเนื่องจากขาดเลือดไปเลี้ยง ทารก 3 รายมีความผิดปกติทางพันธุกรรมแบบ homozygous mutation 2 ราย และ compound heterozygotes 1 ราย(9) ทารกมีอาการรุนแรง อาจมีลิ่มเลือดอุดตัน เส้นเลือดของ retina ทำให้สูญเสียการมองเห็น หรือสมองขาดเลือด ภาวะพร่อง protein S (PS deficiency) PS เป็น vitamin K dependent anticoagulation protein ทำหน้าที่เป็น ตัวประกอบร่วมของการกระตุ้น PC ประมาณร้อยละ 40 ของ PS ในร่างกายอยู่ในรูป อิสระ (free form) PS ในรูปอิสระ ทำหน้าที่ยับยั้งการทำงานของ factor Va และ factor VIIIa ส่วน PS ที่เหลือจะจับกับโปรตีนในเลือด ระดับ PS ในเด็กจะอยู่ในระดับเท่ากับผู้ใหญ่ที่ประมาณอายุ 6 เดือน(6) มีรายงาน ความชุกของภาวะพร่อง PS ในประชากรทั่วไปราวร้อยละ 0.03-0.13 ในประชากรเอเชีย พบความชุกสูงกว่าประมาณร้อยละ 0.06-2.0(1) จากการศึกษาในประเทศไทยพบว่า ความชุกของภาวะพร่อง PS ในประชากรทั่วไปประมาณร้อยละ 3.7(2) ภาวะพร่อง PS ทำให้เกิดลิ่มเลือดอุดตันทั้งในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดแดง มักพบความผิดปกติภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำมากกว่าหลอดเลือดแดง ราว 3-6 เท่า(3,4) จากรายงานในประเทศแถบตะวันตก พบประมาณร้อยละ 1.2 ของ ผู้ป่วยเด็กที่มีภาวะหลอดเลือดดำมีลิ่มเลือด ในประเทศไทยพบภาวะพร่อง PS ในผู้ป่วย เด็กที่มีภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดโดยรวมราวร้อยละ 6

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 48 ภาวะพร่อง PS มีการถ่ายทอดทางพันธุกรรมแบบยีนเด่น (autosomal dominance) การวินิจฉัยสามารถทำได้โดยการตรวจ total PS antigen, total protein, PS activity และ free PS antigen ปัญหาของการวินิจฉัย คือ การตรวจระดับ PS ทาง ห้องปฏิบัติการมีความไว และความจำเพาะของการตรวจต่างกัน PS activity ซึ่งมีความไวสูง ราวร้อยละ 100 แต่มีความจำเพาะต่ำกว่าราวร้อยละ 40-70 การตรวจ free PS antigen มีความไวน้อยกว่าแต่มีความจำเพาะสูงกว่า นอกจากนี้ อายุ เพศ การใช้ ยาคุมกำเนิด และยา warfarin ล้วนมีผลต่อระดับ PS ในเลือด จากการศึกษาในระดับพันธุกรรมพบว่า การกลายพันธุ์ที่พบบ่อย ได้แก่ ความผิดปกติแบบ missense mutation ซึ่งเป็นการเปลี่ยนแปลงของเบสในสาย DNA ทำให้เกิดการเปลี่ยนของกรดอะมิโน รองลงมาคือ nonsense ซึ่งเกิดจากการเปลี่ยนของ เบสในสาย DNA และทำให้เกิดการหยุดการสร้างโปรตีน และ large deletion ซึ่งเกิด จากการขาดหายของเบสในสาย DNA เป็นจำนวนมาก การตรวจทางพันธุกรรมในปัจจุบัน พบความผิดปกติราวร้อยละ 50 ควรตรวจด้วยวิธี polymerase chain reaction (PCR) sequencing ของทุก exon ในผู้ป่วยมีระดับ PS ต่ำมาก หากไม่พบการกลายพันธุ์ ควร ตรวจความผิดปกติทางพันธุกรรมด้วยวิธี multiplex ligation-dependent probe amplification (MLPA) เพื่อตรวจหาการกลายพันธุ์แบบการขาดหายของยีนขนาดใหญ่ ภาวะพร่อง PS แบ่งเป็น 3 ชนิด คือ 1. Type I มีการลดลงของ total PS antigen, total PS activity และ free PS antigen 2. Type II มีการลดลงของ total PS activity ส่วน free และ total PS antigen ปกติ 3. Type III มีการลดลงของ free PS antigen และ total PS activity ส่วน total PS antigen ปกติ ชนิดที่พบบ่อย ได้แก่ type I และ III การตรวจทางพันธุกรรมสามารถบ่งบอกความผิดปกติของยีน เพื่อให้คำปรึกษา ทางพันธุกรรม เช่นเดียวกับภาวะพร่อง PC ในประเทศไทยมีรายงานการเกิด purpura fulminans ในผู้ป่วยที่มีภาวะพร่อง PS แบบ compound heterozygote 1 ราย(10)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 49 ภาวะพร่อง antithrombin (AT deficiency) AT ทำหน้าที่ในการยับยั้ง thrombin, factor IXa, factor Xa และ factor XIa โดยมี heparin เป็นตัวประกอบร่วม ภาวะพร่อง AT แต่กำเนิดพบได้น้อยกว่าภาวะพร่อง PC หรือ PS โดยมีความ ชุกในประชากรพบประมาณ 1: 2,000-5,000 ราย ภาวะพร่อง AT เพิ่มความเสี่ยงของภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดทั้งใน หลอดเลือดดำและหลอดเลือดสมองในเด็กราว 7-9 เท่า(3) มีรายงานพบผู้ป่วยเด็ก ที่มีภาวะพร่อง AT ราวร้อยละ 1 และพบอุบัติการณ์ร้อยละ 4.7(6) ในผู้ใหญ่ ที่มีปัญหาภาวะหลอดเลือดดำมีลิ่มเลือด(1) จากการศึกษาความชุกในประเทศไทยจาก การตรวจในประชากร 206 ราย ไม่พบอุบัติการณ์ของภาวะพร่อง AT(5) ภาวะพร่อง AT แบ่งเป็น 2 ชนิด คือ 1. Type I (quantitative deficiency) มีการลดลงของ antigen และ activity 2. Type II (qualitative deficiency) มีการลดลงของ activity แต่ปริมาณ antigen อยู่ในเกณฑ์ปกติ type II แบ่งเป็น 2.1 IIa มีความผิดปกติต่อการจับกับ thrombin และ factor อื่นๆ 2.2 IIb มีความผิดปกติต่อการจับกับ heparin 2.3 IIc มีความผิดปกติต่อทั้ง thrombin และ heparin มีรายงานการพบภาวะพร่อง AT type I มากกว่า type II ยีนที่ควบคุมการสร้าง AT คือ SERPINC1 gene บน chromosome 1 มีทั้งสิ้น 7 exons โปรตีนมี 432 กรดอะมิโน มีรายงานการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดที่รุนแรงและเกิดขึ้นเองใน ผู้ป่วยเด็กที่เป็น homozygous AT eficiency ชนิด type II(11) แต่ไม่พบรายงาน การเกิด purpura fulminans จากภาวะพร่อง AT แบบ homozygote หรือ compound heterozygous mutation

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 50 Factor V Leiden (R506Q) Factor V Leiden มีการค้นพบและรายงานครั้งแรกในปี พ.ศ. 2536 โดย Dahlbäck และคณะ จากการที่พลาสมาของผู้ป่วยไม่สามารถถูกยับยั้งได้ด้วย activated PC factor V Leiden เป็นความผิดปกติของยีนที่ควบคุมการสร้างภาวะ factor V ตำแหน่งนิวคลีโอไทด์ 1691 ทำให้มีการเปลี่ยนของเบสจาก guanine เป็น adenine (G>A) เกิดการเปลี่ยนของกรดอะมิโน (amino acid) จาก arginine เป็น glutamine ที่ตำแหน่ง 506 การเปลี่ยนแปลงของนิวคลีโอไทด์ดังกล่าวทำให้ activated PC ซึ่งมี PS เป็นตัวประกอบร่วม ไม่สามารถหยุดยั้งการทำงานของ factor V ที่ตำแหน่งที่ผิดปกติได้ ทำให้เกิดมีการสร้าง thrombin ที่เพิ่มขึ้น ความผิดปกติของ factor V Leiden(1,12) พบในผู้ป่วยที่มีปัญหาลิ่มเลือดอุดตันในหลอดเลือดดำราวร้อยละ 0.1-7 ขึ้นกับเชื้อชาติ ผู้ป่วยที่มีความผิดปกติของ factor V Leiden จะเพิ่มความเสี่ยงของการเกิดลิ่มเลือดอุดตัน ในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดสมองราว 3-4 เท่า(3) นอกจากนี้ activated PC ยังยับยั้งการทำงานของ factor V ที่ตำแหน่ง 306 และ 679 ความผิดปกติของ factor V ได้แก่ factor V Cambridge (G1091C) เกิดจาก การเปลี่ยนของกรดอะมิโนจาก arginine เป็น threonine ที่ตำแหน่ง 306 (R306T) และ factor V Hong Kong (A1090G) เกิดจากการเปลี่ยนของกรดอะมิโนจาก arginine เป็น glycine ที่ตำแหน่ง 306(R306G) ทำให้เกิดภาวะ activated protein C resistance แต่ความเสี่ยงในการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดยังไม่ชัดเจน จากข้อมูลการศึกษา ในประเทศไทยไม่พบความผิดปกติของ factor V Leiden, factor V ชนิด factor V Cambridge และ factor V Hong Kong Prothrombin G20210A Prothrombin G20210A มีรายงานครั้งแรกในปี พ.ศ. 2539 เกิดจากการ กลายพันธุ์ที่ตำแหน่ง 3’-untranslated region ของ mRNA ที่เป็นส่วนไม่ได้ถูก แปลรหัส (noncoding region) มีการเปลี่ยนแปลงของนิวคลีโอไทด์ G>A ที่ตำแหน่ง 20210 ทำให้มีการเพิ่มขึ้นของ prothrombin ในเลือด ผู้ป่วยที่มีการกลายพันธุ์แบบ heterozygote จะมีระดับ prothrombin เพิ่มขึ้นร้อยละ 30 เมื่อเปรียบเทียบกับ คนปกติ ซึ่งเกิดจากความผิดปกติของ mRNA ทำให้มีการสร้างโปรตีนเพิ่มขึ้น อุบัติการณ์ของ prothrombin G20210A ในประชากรผิวขาวในประเทศตะวันตกมีอัตราเฉลี่ยร้อยละ 2

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 51 พบได้น้อยในภูมิภาคเอเชียรวมทั้งประเทศไทย โดยพบประมาณร้อยละ 0.2(1,12) และเพิ่ม ความเสี่ยงต่อการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดสมอง ประมาณ 2.0-2.6 เท่า(3) ระดับ homocysteine สูงในเลือด (Hyperhomocysteinemia) ภาวะ hyperhomocysteinemia พบว่าเพิ่มความเสี่ยงต่อภาวะหลอดเลือด มีลิ่มเลือดทั้งในหลอดเลือดดำและแดง(13-17) สาเหตุของ homocysteine ที่สูงอาจ เกี่ยวข้องกับเอนไซม์ที่ควบคุมเมแทบอลิซึมของ homocysteine 1. ความหลากหลายทางพันธุกรรมของยีน (polymorphisms) ที่ควบคุม เอนไซม์ methionine synthase (MS), methylene tetrahydrofolate reductase (MTHFR) เกี่ยวข้องกับการเปลี่ยน homocysteine ไปเป็น methionine 2. ความหลากหลายทางพันธุกรรมชนิด MTHFR C677T(16) (cysteine เปลี่ยนเป็น thymine) พบว่าทำให้ระดับ homocysteine สูงขึ้นในเลือด 3. Cystathionine ß synthase (CBS) ทำหน้าที่เปลี่ยน homocysteine เป็น cysteine การกลายพันธุ์ของยีน cystathionine ß synthase แบบ homozygote หรือ compound heterozygote มีรายงานทำให้เกิด homocystinuria(18) ผู้ป่วยที่เป็น homocystinuria มีการถ่ายทอดทางพันธุกรรมแบบยีนด้อย (autosomal recessive) มักมีระดับ homocysteine สูงมากกว่า 100 ไมโครโมล/ลิตร และมีอาการที่สำคัญ ได้แก่ mental retardation, subluxation ของเลนส์ตา กระดูก แขนขายาว และภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดที่รุนแรงทั้งในหลอดเลือดดำและแดง กลไก การเกิดโรคเกิดจากระดับ homocysteine ที่สูงทำให้เกิดปฏิกิริยา oxidation ทำให้เกิด เซลล์เยื่อบุหลอดเลือดทำงานผิดปกติ และเกิดกระบวนการตายของเซลล์ (apoptosis) ของเยื่อบุหลอดเลือดตามมา นอกจากนี้ ระดับของ homocysteine ยังเกี่ยวข้องกับ ปัจจัยอื่นๆ เช่น อายุ เชื้อชาติ และภาวะพร่องวิตามิน B6, B12 หรือ folate(19,20) ในประเทศไทยมีรายงานภาวะ hyperhomocysteinemia (ค่า >95th percentile, 11.5 ไมโครโมล/ลิตร) ร้อยละ 4 ของผู้ป่วยที่มีภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ทั้งหมด และพบว่าเพิ่มความเสี่ยงในการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในสมองประมาณ 8.2 เท่า(13) และมีรายงานผู้ป่วยที่เป็น homocystinuria 1 ราย(17)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 52 ระดับ factor VIII สูงในเลือด (High factor VIII) Factor VIII เป็นปัจจัยการแข็งตัวของเลือด (clotting factor) ทำหน้าที่ เป็นตัวประกอบร่วมของ factor IXa ในการเปลี่ยน factor X ให้อยู่ในรูปถูกกระตุ้น (factor Xa) factor VIII ที่สูงมากกว่าเปอร์เซ็นไทล์ที่ 90 หรือมากกว่าร้อยละ 150 ทำให้ เกิด thrombin มากขึ้น และเพิ่มความเสี่ยงในการเกิดลิ่มเลือด ทั้งในหลอดเลือดดำและ หลอดเลือดแดงราว 2 เท่า(21) อย่างไรก็ตาม จากการศึกษาในผู้ป่วยเด็กไทยพบว่า ระดับ factor VIII หลังการเกิดลิ่มเลือดอุดตันในผู้ป่วยที่เป็นภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดแดง ของสมองพบว่า ไม่เป็นปัจจัยเสี่ยงของการเกิดโรค(22) factor VIII ที่สูงในผู้ป่วยเด็ก จะมี ความเสี่ยงในการเกิด post-thrombotic syndrome ทำให้การละลายลิ่มเลือดช้าลง(23) และมีความเสี่ยงสูงในการเกิดโรคซ้ำ ปัจจัยที่ควบคุมระดับ factor VIII ในเลือด ได้แก่ ภาวะการอักเสบ หมู่เลือด พบว่าหมู่เลือด AB จะมีระดับ factor VIII และระดับ von Willebrand factor ที่สูงกว่า มีข้อแนะนำควรตรวจระดับ factor VIII ในช่วงที่ผู้ป่วยพ้นระยะเริ่มแรกของการเกิดภาวะ หลอดเลือดมีลิ่มเลือดประมาณ 3-6 เดือน ระดับ lipoprotein(a) สูงในเลือด [High level lipoprotein(a)] Lipoprotein(a) เป็น lipoprotein lipid ที่ประกอบด้วย low density lipoprotein (LDL), apolipoprotein B และ apolipoprotein A(24) [apo(a)] และ apo(a) มี cysteine rich domains 5 อันเรียกว่า kringles kringle อันที่ 5 (kringle V) มีโครงสร้างคล้ายกับ plasminogen ทำให้รบกวนกระบวนการละลายลิ่มเลือด การเพิ่มขึ้นของ lipoprotein(a) จะเพิ่มความเสี่ยงต่อหลอดเลือดดำและหลอดเลือดแดง มีลิ่มเลือดในผู้ป่วยเด็กและผู้ใหญ่ พบว่าระดับที่มากกว่า 30 มก./ดล. เพิ่มความเสี่ยง ของภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดประมาณ 7.2 เท่า (95%CI 3.8-13.8) ระดับของ lipoprotein(a) ถูกควบคุมด้วยยีนที่สร้าง apo(a) ความหลากหลาย ทางพันธุกรรม (polymorphisms) ที่พบว่าเกี่ยวข้องกับระดับ lipoprotein(a) คือ ขนาดของยีน apo(a), pentanucleotide repeat (TTTTA(n)) และ +93C>T ที่ตำแหน่ง promoter(24-26)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 53 Antiphospholipid antibody ผู้ป่วยที่ให้ผลบวกต่อ phospholipid antibody (APA) ทำให้ผู้ป่วยเกิดภาวะ หลอดเลือดมีลิ่มเลือดได้ทั้งในหลอดเลือดดำและหลอดเลือดแดง หรืออาจเกิดปัญหา เกี่ยวข้องกับการตั้งครรภ์ เช่น การแท้งซ้ำ เรียกภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด หรือแท้ง ซ้ำ ร่วมกับผลบวกต่อ APA ว่า antiphospholipid syndrome (APS) อุบัติการณ์ของ APS มีรายงานผู้ป่วยใหม่ประมาณ 5 ราย ต่อประชากร 100,000 รายต่อปี หรือความชุก ราว 40-50 ราย ต่อประชากร 100,000 รายต่อปี มีรายงานการตรวจพบ APA ในผู้ใหญ่ ที่ได้รับการวินิจฉัยโรคหลอดเลือดสมองมีลิ่มเลือด (ischemic stroke) กล้ามเนื้อหัวใจตาย (myocardial infarction) หลอดเลือดดำลึกมีลิ่มเลือด (deep vein thrombosis) และ การสูญเสียทารก (pregnancy loss) ประมาณร้อยละ 13, 11, 9.5 และ 6 ตามลำดับ(27) ในผู้ป่วยเด็กที่เป็น APS มีรายงานอัตราการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำ และหลอดเลือดแดงในอัตราใกล้เคียงกัน(28) จากข้อมูลของสาขาวิชาโลหิตวิทยาและมะเร็ง วิทยา ภาควิชากุมารเวชศาสตร์ คณะแพทยศาสตร์โรงพยาบาลรามาธิบดี พบภูมิคุ้มกัน ต่อฟอสโฟลิพิดร้อยละ 10 ของผู้ป่วยภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดทั้งหมด APS แบ่งเป็น 2 ชนิด คือ primary APS ซึ่งเกิดขึ้นโดยไม่มีสาเหตุนำ และ secondary APS มักพบร่วมกับสาเหตุอื่น เช่น systemic lupus erythematosus (SLE) ภาวะอักเสบ (inflammatory disease) การติดเชื้อและ lymphoproliferative disease(29) จากการติดตามผู้ป่วย primary APS ในระยะยาวพบว่าในผู้ใหญ่ร้อยละ 8(27) และในผู้ป่วยเด็กร้อยละ 21(28) ได้รับการวินิจฉัยว่าเป็น SLE ในเวลาถัดมา สำหรับขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์ แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ และขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ให้ดูในบทที่ 8

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 54 เอกสารอ้างอิง 1. Margaglione M, Grandone E. Population genetics of venous thromboembolism. A narrative review. Thromb Haemost 2011; 105: 221-31. 2. Kim HJ, Seo JY, Lee KO, Bang SH, Lee ST, Ki CS, et al. Distinct frequencies and mutation spectrums of genetic thrombophilia in Korea in comparison with other Asian countries both in patients with thromboembolism and in the general population. Haematologica 2014; 99: 561-9. 3. Heleen van Ommen C, Middeldrop S. Thrombophilia in childhood: to test or not to test. Semin Thromb Hemost 2011; 37: 794-801. 4. Kenet G, Lütkhoff LK, Albisetti M, Bernard T, Bonduel M, Brandao L, et al. Impact of thrombophilia on risk of arterial ischemic stroke or cerebral sinovenous thrombosis in neonates and children: a systematic review and meta-analysis of observational studies. Circulation 2010; 121: 1838-47. 5. Akkawat B, Rojnuckarin P. Protein S deficiency is common in healthy Thai population. J Med Assoc Thai 2005; 8: S249-54. 6. Angchaisuksiri P, Atichartakarn V, Aryurachai K, Archararit N, Rachakom B, Atamasirikul K, et al. Risk factors of venous thromboembolism in Thai patients. Int J Hematol 2007; 86: 397-402. 7. Monagle P, Barnes C, Ignjatovic V, Furmedge J, Newall F, Chan A, et al. Developmental haemostasis. Impact for clinical haemostasis laboratories. Thromb Haemost 2006; 95: 362-72. 8. Hamasaki N. Unmasking Asian thrombophilia: is APC dysfunction the real culprit? J Thromb Haemost 2012; 10: 2016-8. 9. Sirachainan N, Sasanakul W, Visudibhan A, Chuansumrit A, Wongwerawattanakoon P, Parapakpenjune S. Protein C deficiency in Thai children with thromboembolism: A report of clinical presentations and mutation analysis. Thromb Res 2010; 125: 200-2. 10. Pung-amritt P, Poort SR, Vos HL, Bertina RM, Mahasandana C, Tanphaichitr VS, et al. Compound heterozygosity for one novel and one recurrent mutation in a Thai patient with severe protein S deficiency. Thromb Haemost 1999; 81: 189-92.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 55 11. Kuhle S, Lane DA, Jochmanns K, Male C, Quehenberger P, Lechner K, et al. Homozygous antithrombin deficiency type II (99 Leu to Phe mutation) and childhood thromboembolism. Thromb Haemost 2001; 86: 1007-11. 12. Angchaisuksiri P, Pingsuthiwong S, Aryuchai K, Busabaratana M, Sura T, Atichartakarn V, et al. Prevalence of the G1691A mutation in the factor V gene (factor V Leiden) and the G20210A prothrombin gene mutation in the Thai population. Am J Hematol 2000; 65: 119-22. 13. Angchaisuksiri P, Pingsuthiwong S, Sura T, Aryuchai K, Busabaratana M, Atichartakarn V. Prevalence of the C677T methylene tetra- hydrofolate reductase mutation in Thai patients with deep vein thrombosis. Acta Haematol 2000; 103: 191-6. 14. Sirachainan N, Tapanapruksakul P, Visudtibhan A, Chuansumrit A, Cheeramakara C, Atamasirikul K, et al. Homocysteine, MTHFR C677 T, vitamin B12, and folate levels in Thai children with ischemic stroke: a case-control study. J Pediatr Hematol Oncol 2006; 28: 803-8. 15. Lee R, Frenkel EP. Hyperhomocysteinemia and thrombosis. Hematol Onvol Clin North Am 2003;17:85-102. 16. Kosch A, Koch HG, Heinecke A, Kurnik K, Heller C, Nowak-Gottl U. Increased fasting total homocysteine plasma levels as a risk factor for thromboembolism in children. Thromb Haemost 2004; 91: 308-14. 17. Sirachainan N, Sasanakul W, Visudtibhan A, Tapanapruksakul P, Charoenkwan P, Kadegasem P, et al. The effect of polymorphisms of MTHFR C677T, A1298C, MS A2756G and CBS 844ins68bp on plasma total homocysteine level and the risk of ischemic stroke in Thai children. Thromb Res 2008; 122: 33-7. 18. Sirachainan N, Wattanasirichaigoon D, Suwannarat P, Sasanakul W, Chuansumrit A. A novel mutation of cystathionine beta-synthase gene in a Thai boy with homocystinuria. J Pediatr Hematol Oncol 2009; 31: 768-70. 19. Rosenson RS, Kang DS. Overview of homocysteine. In: Rose BD, ed. Uptodate. Waltham, MA 2008.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 56 20. Austin RC, Lentz SR, Werstuck GH. Role of hyperhomocysteinemia in endothelial dysfunction and atherothrombotic disease. Cell Death Differ 2004;11 (suppl 1): S56-S64. 21. O’Donnell J, Tuddenham EG, Manning R, Kemball-Cook G, Johnson D, Laffan M. High prevalence of elevated factor VIII levels in patients referred for thrombophilia screening: role of increased synthesis and relationship to the acute phase reaction. Thromb Haemost 1997; 77: 825-8. 22. Sirachainan N, Boonyatarp M, Kadegasem P, Sasanakul W, Visudtibhan A, Natesirinikul R, et al. High Factor VIII and von Willebrand factor levels are not risk factors of cryptogenic arterial ischemic stroke in Thai children. J Child Neurol 2015; 30: 1057-9. 23. Goldenberg NA, Knapp-Clevenger R, Manco-Johnson MJ, Mountain States Regional Thrombophilia G. Elevated plasma factor VIII and D-dimer levels as predictors of poor outcomes of thrombosis in children. J Child Neurol 2004; 351: 1081-8. 24. Sirachainan N, Chaiyong C, Visudtibhan A, Sasanakul W, Osatakul S, Wongwerawattanakoon P, et al. Lipoprotein(a) and the risk of thromboembolism in Thai children. Thromb Res 2011; 127: 100-4. 25. Nowak-Gottl U, Junker R, Hartmeier M, Koch HG, Munchow N, Assmann G, et al. Increased lipoprotein(a) is an important risk factor for venous thromboembolism in childhood. Circulation 1999; 100: 743-8. 26. Boerwinkle E, Leffert CC, Lin J, Lackner C, Chiesa G, Hobbs HH. Apolipoprotein(a) gene accounts for greater than 90% of the variation in plasma lipoprotein(a) concentrations. J Clin Invest 1992; 90: 52-60. 27. Gomez-Puerta JA, Cervera R. Diagnosis and classification of the antiphospholipid syndrome. J Autoimmun 2014; 48-49: 20-5. 28. Avcin T. Antiphospholipid syndrome in children. Curr Opin Rheumatol 2008;20:595-600. 29. Grossman JM. Primary versus secondary antiphospholipid syndrome: is this lupus or not? Curr Rheumatol Rep 2004; 6: 445-50.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 57 บทที่ 7 การตรวจทางห้องปฏิบัติการเพื่อประเมิน ปัจจัยเสี่ยงของภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด รศ.พญ.พนัสยา เธียรธาดากุล บทน�ำ Thrombophilia เป็นภาวะที่ถ่ายทอดทางพันธุกรรม (hereditary) หรือที่ เป็นมาภายหลัง (acquired) ซึ่งเพิ่มความเสี่ยงของการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ในหลอดเลือดดำ (venous thrombosis) หรือหลอดเลือดแดง (arterial thrombosis) อย่างไรก็ตาม สาเหตุของการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ประกอบด้วยหลายปัจจัย (multifactorial) การตรวจภาวะ thrombophilia ก็เป็นเพียงหนึ่งในการประเมินความเสี่ยง ดังนั้นการใช้การทดสอบเพื่อหาภาวะ thrombophilia เพื่อการตัดสินใจในการป้องกัน และรักษาภาวะหลอดเลือดมี ลิ่มเลือดจึงยังคงเป็นที่ถกเถียง (controversial) ใน เวชปฏิบัติ ในที่นี้จะกล่าวถึงการส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการสำหรับหาภาวะ thrombophilia ในผู้ป่วยภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำเป็นหลัก เพราะการตรวจทาง ห้องปฏิบัติการสำหรับภาวะหลอดเลือดแดงมีลิ่มเลือด และภาวะ thrombophilia ที่ เกี่ยวข้องกับการตั้งครรภ์ ยังมีหลักฐานที่ไม่มากพอ ไม่มีการศึกษาวิจัยแบบการทดลอง แบบสุ่ม (randomized trial)(1) ข้อพิจารณาในการส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ การส่งตรวจอย่างไม่เหมาะสม เป็นสิ่งที่พบได้บ่อย การศึกษาในประเทศไทย พบว่า มีการส่งตรวจ hereditary thrombophilia ที่ไม่เหมาะสม สูงถึงร้อยละ 91 (459 รายจาก 503 ราย)(2) และมีรายงานในต่างประเทศ ศึกษาการส่งตรวจทั้ง hereditary และ acquired thrombophilia (antiphospholipid antibody) เฉพาะผู้ป่วยนอก (เนื่องจากไม่ควรส่งตรวจในผู้ป่วยใน ยกเว้นมีข้อบ่งชี้จำเพาะ) พบว่าส่งตรวจอย่าง ไม่เหมาะสมร้อยละ 73(3)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 58 การส่งตรวจหาภาวะ thrombophilia ควรทำเมื่อ 1. ผลการตรวจสามารถนำไปใช้เพื่อการตัดสินใจในการเปลี่ยนแปลงการดูแล รักษาผู้ป่วย หรือ 2. ช่วยในการตัดสินใจเกี่ยวกับการป้องกันการเกิดลิ่มเลือดอุดตันซ้ำ (secondary prevention) โดยช่วยในการตัดสินใจเรื่องระยะเวลาในการ ให้ยากันเลือดแข็ง หรือ 3. ใช้ผลการทดสอบในการพิจารณาให้การป้องกันเพื่อไม่ให้เกิดภาวะนี้ ตั้งแต่แรก (primary prevention) สำหรับญาติของผู้ป่วย การส่งตรวจที่ไม่เหมาะสมอาจทำให้เกิดผลเสียตามมา ข้อเสียหลักที่เกิดขึ้นจาก การนำผลการทดสอบไปใช้อย่างไม่ถูกต้อง คือ 1. เมื่อผลการทดสอบเป็นลบ อาจทำให้แพทย์ตัดสินใจหยุดยากันเลือดแข็ง ทั้งที่ผู้ป่วยมีความเสี่ยงสูงในการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด 2. ให้ยากันเลือดแข็งนานกว่าที่ควร ในผู้ป่วยที่มีโอกาสเกิดซำ้น้อย ทำให้เสี่ยง ต่อภาวะเลือดออก 3. เสียค่าใช้จ่ายโดยไม่จำเป็น ได้ผลการทดสอบที่ผิดเนื่องจากการส่งตรวจ ในเวลาที่ไม่เหมาะสม 4. การแปลผลผิดโดยแพทย์หรือผู้ป่วย 5. ความเครียดและความกังวล 6. เมื่อผู้ป่วยหรือคนในครอบครัวมีการตรวจพบความผิดปกติทางพันธุกรรม อาจเกิดผลเสียจากการถูกเลือกปฏิบัติ (เช่น การทำประกัน การรับเข้างาน) Hereditary thrombophilia ที่นิยมตรวจในปัจจุบัน คือ 1. Protein C (PC) 2. Protein S (PS) 3. Antithrombin (AT) 4. Factor V Leiden 5. Prothrombin mutation

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 59 ส่วน acquired thrombophilia ควรส่งตรวจ antiphospholipid antibody ซึ่งประกอบด้วย 1. Lupus anticoagulant 2. Anti-cardiolipin IgG; IgM 3. Anti-beta 2 glycoprotein IgG; IgM(5) แต่ในผู้ป่วยไทยที่มีภาวะลิ่มเลือดอุดตันในหลอดเลือดดำ มีรายงานว่า ตรวจไม่พบ factor V Leiden และ prothrombin mutation ซึ่งเป็นความผิดปกติทางพันธุกรรม ที่พบได้น้อยมากในชาวเอเชีย(6) จึงไม่แนะนำให้ส่งตรวจหาความผิดปกตินี้ในคนไทย การตรวจหาปัจจัยเสี่ยงอื่น ได้แก่ การเพิ่มขึ้นของ factor VIII, factor IX, factor X และ homocysteine มีความจำเป็นน้อยในการนำมาใช้เพื่อการตัดสินใจในการดูแล รักษาผู้ป่วยไทย เพราะไม่ได้เพิ่มอุบัติการณ์การเกิดซ้ำ (7) ค�ำแนะน�ำส�ำหรับกลุ่มผู้ป่วยที่มีลิ่มเลือดในหลอดเลือดด�ำ หรือลิ่มเลือดหลุดไป อุดตันที่บริเวณอื่น (embolism) ของหลอดเลือดด�ำซึ่งรวมเรียก venous thromboembolism (VTE) มีดังนี้ 1. ผู้ป่วยที่เกิด VTE ที่มีปัจจัยเสี่ยงที่ชัดเจน (provoked VTE) ในผู้ป่วยที่มีปัจจัยเสี่ยงที่นำไปสู่การเกิด VTE เช่น หลังผ่าตัด หรือได้รับ อุบัติเหตุ ไม่ได้เคลื่อนไหวนานๆ (prolonged immobilization)(8) ไม่ควรส่งตรวจหา hereditary thrombophilia เพราะผู้ป่วยเหล่านี้ โอกาสเกิดซ้ำน้อย และอาจทำให้ แพทย์ประเมินความเสี่ยงสูงกว่าที่ควรจะเป็น นำไปสู่การให้ยากันเลือดแข็ง ที่นานขึ้น ผู้ป่วยเสี่ยงต่อการเกิดเลือดออก ทาง American Society of Hematology (ASH) ก็ได้ ให้คำแนะนำเช่นนี้ใน Choosing Wisely เวปไซด์ อย่างไรก็ตาม ถ้าผู้ป่วยมีปัจจัยเสี่ยงอื่นเพิ่มขึ้น เช่น มีประวัติครอบครัว หรือได้รับฮอร์โมนร่วมด้วย ควรปรึกษาแพทย์เฉพาะทางที่ดูแลผู้ป่วย VTE(8) กลุ่มผู้ป่วย ที่มีปัจจัยเสี่ยงที่ไม่ใช่มะเร็ง ทั้งที่เกิดหลังผ่าตัดภายใน 3 เดือน หรือปัจจัยเสี่ยงอื่นที่เป็น ชั่วคราว American College ofChest Physicians (ACCP) แนะนำให้ยากันเลือดแข็ง 3 เดือน โดยไม่แนะนำให้ตรวจทางห้องปฏิบัติการเพื่อหาปัจจัยเสี่ยงอื่น

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 60 2. ผู้ป่วยที่เกิด VTE โดยไม่มีปัจจัยเสี่ยงที่ชัดเจน (unprovoked VTE) เนื่องจากผู้ป่วยในกลุ่มนี้มีโอกาสเกิดซ้ำสูงกว่าในกลุ่มที่มีปัจจัยเสี่ยงที่ ชัดเจนและเป็นอยู่ชั่วคราว ในผู้ป่วยที่เป็น unprovoked DVT ของขาทั้ง distal หรือ proximal เพียงอย่างเดียว หรือเป็น pulmonary embolism (PE) คำแนะนำจาก ACCP คือให้ยากันเลือดแข็งอย่างน้อย 3 เดือน แล้วจึงประเมิน risk-benefit ratio ของ การให้ extended therapy (คือการให้ยากันเลือดแข็งให้ไปเรื่อยๆ ไม่มีกำหนด แต่ต้อง ประเมินเป็นระยะ เช่น ทุกปี) ในผู้ที่เป็น isolated distal DVT การให้ยาขึ้นกับการที่ ผู้ป่วยเลือก ส่วนผู้ที่เป็น proximal DVT หรือ PE หรือเกิดซ้ำ แนะนำให้ extended therapy ในกรณีที่ความเสี่ยงในการเกิดเลือดออกจากยากันเลือดแข็งอยู่ในระดับต่ำ ถึงปานกลาง แต่ในผู้ที่มีความเสี่ยงสูง แนะนำให้ยาเพียง 3 เดือน โดยไม่ได้แนะนำการ ตรวจหาภาวะ thrombophilia(9) อย่างไรก็ตาม การได้รับยากันเลือดแข็งก็นำไปสู่ภาวะเลือดออกที่รุนแรง และไม่สะดวกแก่ผู้ป่วยในการต้องรับประทานยานานๆ และไม่ใช่ผู้ป่วยทุกคนจะเกิดซ้ำ ดังนั้น การส่งตรวจ hereditary thrombophilia ในกลุ่มนี้ก็น่าจะมีประโยชน์ที่จะช่วยใน การตัดสินใจ ทั้งนี้ มีการศึกษาในผู้ป่วยที่กลับเป็นซำ้ ซึ่งรวบรวมผู้ป่วยจำนวนมาก พบว่า อุบัติการณ์ของ factor V Leiden mutation หรือ prothrombin gene mutation ใน กลุ่มที่เกิดซำ้และไม่เกิดซำ้ ไม่มีความแตกต่างกัน แต่ผู้ป่วยที่ภาวะพร่อง AT, PC, PS หรือ compound heterozygote ของ factor V Leiden/prothrombin gene mutation มีจำนวนน้อย ไม่สามารถสรุปได้(10) สำหรับปัจจัยเสี่ยงของ acquired thrombophilia คือ antiphospholipid antibody เพิ่มความเสี่ยงในการเกิดซ้ำสูง การส่งตรวจจึงช่วย ในการตัดสินใจการให้ยากันเลือดแข็ง(1) ข้อเสียจากการส่งตรวจ คือ อาจทำให้เกิดความมั่นใจที่ผิด (false assurance) ในผู้ป่วยที่ตรวจไม่พบปัจจัยเสี่ยง โดยที่ผู้ป่วยอาจมีความเสี่ยงสูงในการเกิดซำ้ แต่ตรวจไม่พบ ในทางกลับกัน ผู้ที่มีโอกาสเกิดเลือดออกสูง แต่ตรวจพบปัจจัยเสี่ยง อาจนำไปสู่การให้ยากันเลือดแข็งต่อไป ดังนั้น จึงมีคำแนะนำว่า ไม่จำเป็นต้องตรวจหา thrombophilic risk factor ยกเว้นกรณีที่ผู้ป่วยที่มีความเสี่ยงต่อภาวะเลือดออกน้อย แต่ไม่ต้องการรับประทานยา หรือจะรับประทานยาในกรณีที่ตรวจพบปัจจัยเสี่ยงเท่านั้น การตรวจหา PC, PS, AT และ antiphospholipid antibody ก็จะมีประโยชน์ในการ ตัดสินใจ แต่ควรอธิบายให้ผู้ป่วยเข้าใจว่าการที่ตรวจไม่พบ ไม่ได้เป็นหลักฐานเพียงพอ ของการไม่รับยาต่อ(1)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 61 3. การตรวจหาปัจจัยเสี่ยง hereditary thrombophilia ในญาติใกล้ชิด ของผู้ป่วย ไม่แนะนำให้ยากันเลือดแข็งเพื่อป้องกันการเกิดภาวะหลอดเลือดดำ มีลิ่มเลือดแบบ primary prevention เนื่องจากโอกาสเกิดภาวะแทรกซ้อนจาก เลือดออกจะมากกว่าประโยชน์ในการป้องกัน ผู้ที่เป็นญาติของผู้ป่วยที่มีภาวะหลอดเลือด มีลิ่มเลือดโดยไม่มีสาเหตุที่ชัดเจน (unprovoked) มีโอกาสเกิดภาวะนี้ได้มากกว่า คนทั่วไป ในภาวะที่มีความเสี่ยง เช่น ผ่าตัดใหญ่ การเดินทางนานๆ ก็ควรได้รับการป้องกัน ภาวะลิ่มเลือดอุดตัน ในญาติที่ตรวจพบ hereditary thrombophilia มักมีการป้องกัน เมื่อมีความเสี่ยงดังกล่าว แต่ผู้ที่ตรวจไม่พบก็มีความเสี่ยงมากกว่าคนปกติ ดังนั้น จึงไม่ แนะนำให้ตรวจ ควรแนะนำญาติของผู้ป่วยให้ได้รับการป้องกันในภาวะที่มีความเสี่ยง ต่อการเกิดภาวะลิ่มเลือดอุดตันสูง(1) 4. การตรวจปัจจัยเสี่ยง hereditary thrombophilia ในญาติของผู้ป่วย ที่เป็นผู้หญิงและต้องการใช้ยาคุมก�ำเนิด ยาคุมกำเนิดที่มีเอสโตรเจนเป็นส่วนประกอบ เพิ่มความเสี่ยงของการเกิด ลิ่มเลือดอุดตันในผู้ที่มีภาวะ thrombophilia แต่การตรวจในประชากรทั่วไปก่อนกิน ยาคุมกำเนิดมีประโยชน์น้อย เมื่อเทียบกับค่าใช้จ่าย ส่วนการตรวจในญาติของผู้ป่วย จะช่วยให้มีความคุ้มค่ามากขึ้น อย่างไรก็ตาม ผู้ที่มีญาติสายตรงเป็น VTE มีโอกาสเกิด ลิ่มเลือดอุดตันเมื่อได้รับยาคุมกำเนิดมากขึ้น ไม่ว่าจะตรวจพบ hereditary thrombophilia หรือไม่ ดังนั้น เป็นไปได้ว่าผู้ที่ตรวจไม่พบก็เกิด false assurance ได้ จึงไม่แนะนำให้ตรวจ(1) เวลาที่เหมาะสมในการส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ 1. ไม่ควรตรวจในขณะเกิด acute thrombosis การตรวจหายีน หรือแอนติบอดี เช่น anticardiolipin, anti beta-2 glycoprotein I สามารถตรวจได้โดยไม่ต้องคำนึงถึงการได้รับยากันเลือดแข็ง หรือช่วงเวลา ของการเจ็บป่วย แต่ PC, PS, AT และ lupus anticoagulant อาจมีผลกระทบจาก ภาวะ acute thrombosis หรือการได้รับยากันเลือดแข็ง จึงแนะนำส่งตรวจหลังจาก ได้รับยากันเลือดแข็งครบอย่างน้อย 3 เดือน แล้วหยุดยา 2-4 สัปดาห์ ซึ่งเป็นเวลา ที่เหมาะสมในการตรวจ d-dimer(11) เพื่อประเมินความเสี่ยงและช่วยในการตัดสินใจ การให้ยากันเลือดแข็งต่อไป

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 62 2. ไม่ควรตรวจ PS ในหญิงตั้งครรภ์ หรือได้รับเอสโตรเจนเพราะมีผลต่อ PS ทำให้ค่าต่ำลง 3. ไม่ควรตรวจในผู้ป่วยที่อยู่ในโรงพยาบาล(12) เนื่องจาก - ผลการทดสอบอาจไม่ถูกต้องในขณะเกิด acute thrombosis หรือได้รับ ยากันเลือดแข็ง - ผลการทดสอบไม่มีผลต่อการดูแลรักษา (ยกเว้นกรณีที่สงสัย homozygous deficiency ของ PC หรือ PS) - การส่งตรวจไม่คุ้มค่า (cost-effective) - ผลการทดสอบอาจนำไปสู่ความกังวลของผู้ป่วยที่ไม่จำเป็น - อาจนำไปสู่การให้ยากันเลือดแข็งที่นาน หรือการปรึกษาผู้เชี่ยวชาญที่ เกินความจำเป็น โดยสรุป การส่งตรวจ thrombophilia มีการส่งมากกว่าที่จำเป็น เมื่อเทียบกับ หลักฐานที่มีอยู่ในปัจจุบัน การส่งตรวจส่วนใหญ่ไม่ได้ให้ประโยชน์ของแก่ผู้ป่วยและอาจ ทำให้เกิดอันตราย การตรวจ thrombophilia testing ไม่ควรทำในผู้ป่วย VTE ที่มี ปัจจัยเสี่ยงชัดเจน เพราะการให้ยากันเลือดแข็งที่นานออกไป ไม่มีข้อบ่งชี้ในผู้ป่วยกลุ่มนี้ ส่วนผู้ป่วย unprovoked VTE มีความเสี่ยงสูง จึงควรให้ยากันเลือดแข็งไปเรื่อยๆ หากความเสี่ยงต่อภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดไม่สูง และผู้ป่วยเลือกที่จะรับประทานยา(1) อย่างไรก็ตาม ดังที่ได้กล่าวไว้ในตอนต้นว่า การส่งตรวจในภาวะหลอดเลือด มีลิ่มเลือด ยังไม่มีข้อสรุปที่แน่นอน มีความแตกต่างในแนวทางปฏิบัติของแต่ละองค์กร(3) และมีความแตกต่างของคำแนะนำในช่วงเวลาที่เปลี่ยนไป จึงขอสรุปแนวทางที่เหมาะกับ คนไทย ดังนี้ 1. ผู้ป่วย VTE ทุกรายควรได้รับการซักประวัติ และตรวจร่างกาย และทำการ ตรวจทางห้องปฏิบัติการเบื้องต้น เช่น CBC, coagulogram การตรวจภาวะของตับ และไต การตรวจปัสสาวะ ภาพถ่ายรังสีทรวงอกเพื่อดูว่า มีปัจจัยเสี่ยงที่ชัดเจนหรือไม่ หรือมีประวัติทางพันธุกรรม(13) 2. สำหรับการส่งตรวจเพิ่มเติมเพื่อประเมินภาวะ hypercoagulable ของ ผู้ป่วยอาจพิจารณาส่งตรวจดังนี้ (16-18)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 63 2.1 ในกลุ่มผู้ป่วยหลอดเลือดดำมีลิ่มเลือด (VTE)* - VTE ในผู้ป่วยอายุน้อยกว่า 50 ปี - เป็น VTE ซ้ำ - เป็น VTE หลายตำแหน่ง หรือเป็นในตำแหน่งที่พบได้ ไม่บ่อย เช่น portal, hepatic, measenteric, cerebral vein - ญาติสายตรงเป็น VTE การตรวจทางห้องปฏิบัติการ - AT activity - PC activity - Free PS antigen 2.2 ในกลุ่มผู้ป่วย Warfarin-induced skin necrosis การตรวจทางห้องปฏิบัติการ - PC activity - Free PS antigen 2.3 ในผู้ป่วยหลอดเลือดแดงมีลิ่มเลือด ที่อายุน้อยกว่า 50 ปี การตรวจทางห้องปฏิบัติการ - Antiphospholipid antibody - การส่งตรวจ hereditary thrombophilia ให้พิจารณาโดย แพทย์ผู้เชี่ยวชาญ ค�ำแนะน�ำส�ำหรับการตรวจหาภาวะ thrombophilia ในผู้ป่วยเด็ก(14) ปัจจัยเสี่ยงที่เป็น hereditary thrombophilia ในเด็กไทย ที่พบบ่อยไม่ต่างจาก ผู้ใหญ่ คือ PC, PS, AT มีแนวทางในการส่งตรวจตามตารางที่ 7.1

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 64 ผู้ป่วยเด็กที่มี VTE การส่งตรวจ Inherited thrombophilia เหตุผล สัมพันธ์กับการใส่สายสวน และเป็นครั้งแรก ไม่แนะนำ ผลการทดสอบไม่มีผลต่อการดูแล รักษา แต่อาจส่งตรวจในผู้ป่วยเด็ก ที่มีประวัติญาติสายตรงเป็น VTE ในอายุที่น้อยกว่า 40 ปี ไม่สัมพันธ์กับการใส่ สายสวนทั้งที่มีหรือไม่มี ปัจจัยเสี่ยงอื่น เช่น การผ่าตัด ควรพิจารณา* การตรวจพบภาวะ thrombophilia ที่ มีความเสี่ยงสูง หรือพบความผิดปกติ มากกว่าหนึ่งอย่าง อาจมีผลต่อระยะ เวลาการให้ยากันเลือดแข็งและการ ป้องกันการเกิดซ้ำในอนาคต หรือการ ตรวจในญาติเพื่อให้ คำแนะนำ เป็นซ้ำ ทั้งที่สัมพันธ์ หรือ ไม่สัมพันธ์กับการใส่สายสวน หรือปัจจัยเสี่ยงอื่น ควรพิจารณา* ผู้ป่วยกลุ่มนี้มีแนวโน้มที่จะมี hereditary thrombophilia มากขึ้น เมื่อเทียบกับผู้ป่วยที่เป็น VTE เพียงครั้งเดียว การตรวจพบภาวะ thrombophilia ที่มีความเสี่ยงสูง หรือพบความผิดปกติมากกว่า หนึ่งอย่าง อาจมีผลต่อระยะเวลา การให้ยากันเลือดแข็ง และการป้องกัน การเกิดซ้ำในอนาคต หรือการตรวจ ในญาติ เพื่อให้คำแนะนำ * ควรพิจารณา แต่ไม่ได้เป็นคำแนะนำ ตารางที่ 7.1 คำแนะนำในการส่งตรวจหาภาวะ hereditary thrombophilia ในผู้ป่วยเด็กที่มีภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 65 นอกจากนี้ มีการทดสอบอื่นที่จัดอยู่ในกลุ่ม “thrombophilia panel” เช่น hyperhomocysteinemia, antiphospholipid antibody การที่มี factor VIII สูงขึ้น และมีรายงานความผิดปกติอื่นๆ อีก แต่ประโยชน์ของการตรวจไม่มีชัดเจน แนวทาง ของ AACP ระบุว่า ยังไม่มีข้อมูลเพียงพอที่จะสนับสนุนว่า การตรวจพบหรือไม่พบภาวะ thrombophilia จะสามารถมาใช้เป็นตัวกำหนด intensity และระยะเวลาของการให้ ยากันเลือดแข็ง นอกเหนือไปจากการที่มีหรือไม่มีข้อมูลทางคลินิกว่า เป็นภาวะหลอดเลือด มีลิ่มเลือดที่เกิดขึ้นเอง (spontaneous thrombosis) หรือมีสาเหตุนำมาก่อน (secondary thrombosis) เช่น การใส่สายสวน ในกรณีของ antiphospholipid syndrome ในเด็ก ซึ่งเพิ่มโอกาสของการเกิดภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ก็ยังไม่มี หลักฐานว่า ความเสี่ยงจะเหมือนกับผู้ใหญ่หรือไม่ จึงใช้คำแนะนำในการรักษาเหมือน ผู้ป่วยเด็กที่มี VTE ทั่วไป(15) การตรวจหาว่าผู้ป่วยมี thrombophilia หรือไม่ ผลการทดสอบไม่ได้เปลี่ยน แนวทางการรักษาในช่วงแรก ยกเว้น ในทารกแรกเกิดที่มี homozygous หรือ compound heterozygous ของภาวะขาด PC, PS ที่จะมีภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือดอย่างรุนแรง เป็น purpura fulminans ที่ต้องให้พลาสมาทดแทน แนวทางในการส่งตรวจ antiphospholipid antibody ซึ่งเป็นปัจจัยเสี่ยงของ การมีลิ่มเลือดในหลอดเลือดดำ หลอดเลือดแดง และหลอดเลือดขนาดเล็ก แบ่งระดับ ความเหมาะสมเป็น 3 ระดับ ดังนี้(19) 1. เหมาะสมมาก ได้แก่ - VTE ที่ไม่มีปัจจัยเสี่ยงชัดเจน (unprovoked) ในผู้ป่วยอายุน้อยกว่า 50 ปี - Arterial thrombosis ที่ไม่ทราบสาเหตุ ในผู้ป่วยอายุน้อยกว่า 50 ปี - เป็นในตำแหน่งที่พบได้ไม่บ่อย - ภาวะแทรกซ้อนทางสูติศาสตร์ ได้แก่ ผู้ป่วยที่แท้งบุตรในช่วงไตรมาส อายุครรภ์ตั้งแต่ 10 สัปดาห์ขึ้นไป หรือทารกคลอดก่อน 34 สัปดาห์ - ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด หรือมีภาวะแทรกซ้อนทางสูติศาสตร์ ในผู้ป่วย ที่เป็น autoimmune disease เช่น systemic lupus erythematosus, autoimmune thrombocytopenia, rheumatoid arthritis, autoimmune hemolytic anemia

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 66 2. เหมาะสมปานกลาง ได้แก่ - ตรวจเลือดพบ prolonged APTT และไม่มีอาการผิดปกติ (ตรวจเฉพาะ lupus anticoagulant) - ผู้ป่วยที่แท้งบุตรบ่อยครั้งในช่วงอายุครรภ์น้อยกว่า 10 สัปดาห์ - VTE หรือ arterial thrombosis โดยมีปัจจัยเสี่ยงที่ชัดเจน ในผู้ป่วย อายุน้อยกว่า 50 ปี 3. เหมาะสมน้อย ได้แก่ - VTE หรือ arterial thrombosis ในผู้ป่วยอายุมากกว่า 50 ปี สำหรับขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์ แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมี คุณภาพ และขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ให้ดูในบทที่ 8

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 67 เอกสารอ้างอิง 1. Stevens SM, Woller SC, Bauer KA, Kasthuri R, Cushman M, Streiff M, et al. Guidance for the evaluation and treatment of hereditary and acquired thrombophilia. J Thromb Thrombolysis 2016; 41: 154-64. 2. Tientadakul P, Chinthammitr Y, Sanpakit K, Wongwanit C, Nilanont Y. Inappropriate use of protein C, protein S, and antithrombin testing for hereditary thrombophilia screening: an experience from a large university hospital. Int J Lab Hematol 2011; 33: 593-600. 3. Kwon AJ, Roshal M, DeSancho MT. Clinical adherence to thrombophilia screening guidelines at a major tertiary care hospital. J Thromb Haemost 2016; 14: 982-6. 4. Middeldorp S. Evidence-based approach to thrombophilia testing. J Thromb Thrombolysis 2011; 31: 275-81. 5. Stevens SM, Ansell JE. Thrombophilic Evaluation in Patients with Acute Pulmonary Embolism. Semin Respir Crit Care Med 2017; 38: 107-20. 6. Angchaisuksiri P, Pingsuthiwong S, Aryuchai K, Busabaratana M, Sura T, Atichartakarn V, et al. Prevalence of the G1691A mutation in the factor V gene (factor V Leiden) and the G20210A prothrombin gene mutation in the Thai population. Am J Hematol 2000; 65:119-22. 7. Christiansen SC, Cannegieter SC, Koster T, Vandenbroucke JP, Rosendaal FR. Thrombophilia, clinical factors, and recurrent venous thrombotic events. JAMA 2005; 293: 2352-61. 8. Hicks LK, Bering H, Carson KR, Kleinerman J, Kukreti V, Ma A, et al. The ASH Choosing Wisely(R) campaign: five hematologic tests and treatments to question. Hematology Am Soc Hematol Educ Program 2013; 2013: 9-14. 9. Kearon C, Akl EA, Ornelas J, Blaivas A, Jimenez D, Bounameaux H, et al. Antithrombotic Therapy for VTE Disease: CHEST Guideline and Expert Panel Report. Chest 2016; 149: 315-52. 10. Coppens M, Reijnders JH, Middeldorp S, Doggen CJ, Rosendaal FR. Testing for inherited thrombophilia does not reduce the recurrence of venous thrombosis. J Thromb Haemost 2008; 6:1474-7.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 68 11. Prandoni P, Barbar S, Milan M, Campello E, Spiezia L, Piovella C, et al. Optimal duration of anticoagulation. Provoked versus unprovoked VTE and role of adjunctive thrombophilia and imaging tests. Thromb Haemost 2015; 113: 1210-5. 12. Petrilli CM, Heidemann L, Mack M, Durance P, Chopra V. Inpatient inherited thrombophilia testing. J Hosp Med 2016; 11: 801-4. 13. Bauer KA, Lip GY. Evaluating patients with established venous thromboembolism for acquired and inherited risk factors. Wolters Kluwer; 2017 [updated Oct 27, 2017; cited 2017 Nov 11]; Available from: www.uptodate.com. 14. Raffini L. Screening for inherited thrombophilia in children. Wolters Kluwer; 2017 [updated Sep 28, 2016; cited 2017 Nov 11]; Available from: www.uptodate.com. 15. Monagle P, Chan AKC, Goldenberg NA, Ichord RN, Journeycake JM, Nowak-Gottl U, et al. Antithrombotic therapy in neonates and children: Antithrombotic Therapy and Prevention of Thrombosis, 9th ed: American College of Chest Physicians Evidence-Based Clinical Practice Guidelines. Chest 2012; 141(2 Suppl): e737S-e801S. 16. Mahmoodi BK, Veeger NJ, Middeldorp S, Lijfering WM, Brouwer JL, Ten Berg J, et al. Interaction of hereditary thrombophilia and traditional cardiovascular risk factors on the risk of arterial thromboembolism: pooled analysis of four family cohort studies. Circ Cardiovasc Genet 2016; 9: 79-85. 17. Linnemann B, Schindewolf M, Zgouras D, Erbe M, Jarosch-Preusche M, Lindhoff-Last E. Are patients with thrombophilia and previous venous thromboembolism at higher risk to arterial thrombosis? Thromb Res 2008; 121: 743-50. 18. Boekholdt SM, Kramer MH. Arterial thrombosis and the role of thrombophilia. Semin Thromb Hemost 2007; 33: 588-96. 19. Pengo V, Tripodi A, Reber G, Rand JH, Ortel TL, Galli M, et al. Update of the guidelines for lupus anticoagulant detection. Subcommittee on lupus anticoagulant/antiphospholipid antibody of the scientific and Standardisation Committee of the International Society on Thrombosis and Haemostasis. J Thromb Haemost 2009; 7: 1737-40.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 69 บทที่ 8 การตรวจทางห้องปฏิบัติการเพื่อช่วยวินิจฉัย ภาวะเลือดออกผิดปกติและภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด ศ.พญ.นงนุช สิระชัยนันท์ รศ.ดร.นันทรัตน์ โฆมานะสิน ผศ.พญ.ปรีชญา วงษ์กระจ่าง บทน�ำ การตรวจทางห้องปฏิบัติการเพื่อช่วยวินิจฉัยภาวะเลือดออกผิดปกติ เพื่อ ประเมินผู้ป่วยก่อนการผ่าตัดและเพื่อติดตามผลการรักษาด้วยเกล็ดเลือดเข้มข้น ปัจจัย การแข็งตัวของเลือด และ/หรือแฟคเตอร์เข้มข้นตลอดจนการใช้ยาต้านการแข็งตัวของ เลือด เป็นการทดสอบที่มีความละเอียดอ่อน สามารถสรุปแนวทางการเลือกใช้การตรวจ ทางห้องปฏิบัติการในตารางที่ 8.1 ตารางที่ 8.1 แนวทางในการเลือกการทดสอบทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือด ให้เหมาะสม 1. สงสัยภาวะผิดปกติ Hemostatic testing ที่ควรเลือกใช้ ความผิดปกติของหลอดเลือด - ไม่มีการตรวจทางห้องปฏิบัติการที่จำเพาะ และไม่จำเป็นต้องส่งตรวจ bleeding time ภาวะเกล็ดเลือดต่ำ - Platelet count และ morphology จาก การตรวจ complete blood count (CBC) เกล็ดเลือดทำหน้าที่บกพร่องแต่ กำเนิด - Platelet aggregation ความผิดปกติของปัจจัยการแข็งตัว ของเลือด - Screening coagulogram ได้แก่ activated partial thromboplastin time (APTT), prothrombin time (PT) - Thrombin time (TT) - Factor assay

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 70 1. สงสัยภาวะผิดปกติ Hemostatic testing ที่ควรเลือกใช้ โรคฮีโมฟีเลีย เอ/บี - Factor VIII:C หรือ factor IX:C assay โรควอนวิลลิแบรนด์ - vWF antigen, vWF activity และ factor VIII:C งูพิษกัด - Prothrombin time (PT) หรือ - 20-min whole blood clotting test (20WBCT) - Platelet count จากการตรวจ CBC 2. การประเมินความเสี่ยง ก่อนผ่าตัด แนวทางการประเมิน การผ่าตัดที่มีความเสี่ยงต่อภาวะ เลือดออกต่ำ/ปานกลาง ถามประวัติเลือดออกในอดีต การใช้ยาและ อาหารเสริม โรคประจ�ำตัว และตรวจร่างกาย เป็นหลัก - ถ้าผู้ป่วยแข็งแรงดี ไม่ต้องส่งตรวจ ทางห้องปฏิบัติการ - ถ้าพบความผิดปกติ ให้ปรึกษาแพทย์เฉพาะทาง การผ่าตัดที่มีความเสี่ยงต่อภาวะ เลือดออกสูง ถามประวัติเลือดออกในอดีต การใช้ยาและ อาหารเสริม โรคประจ�ำตัว และตรวจร่างกาย ร่วมกับการส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ - Platelet count & morphology จาก CBC - APTT, PT ในผู้ป่วยที่มีประวัติ/ตรวจร่างกาย ที่มีความเสี่ยงต่อภาวะเลือดออก เช่น โรคตับแข็ง โรคไตวาย โรคฮีโมฟีเลีย หรือ โรควอนวิลลิแบรนด์ - ไม่จำเป็นต้องทำ bleeding time

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 71 3. การติดตามผลการให้ Blood component Hemostatic testing ที่ควรเลือกใช้ เพื่อติดตามผลการให้เกล็ดเลือด เข้มข้น -Platelet count จากการตรวจ CBC หลังให้ เกล็ดเลือด 1 ชั่วโมง เพื่อติดตามการให้ปัจจัยการแข็งตัว ของเลือดเข้มข้น -Screening coagulogram -Factor assay หลังให้ปัจจัยการแข็งตัว ของเลือด 30 นาที ถึง 1 ชั่วโมง 4. การติดตามผลการให้ Anticoagulant การทดสอบที่ควรเลือกใช้เพื่อติดตามผลของยา Unfractionated heparin (UFH) - APTT ratio - CBC ก่อนเริ่มให้ยา และทุก 2 วัน เพื่อเฝ้าระวังภาวะ heparin-induced thrombocytopenia/thrombosis (HIT/T) Low molecular weight heparin (LMWH) - ไม่จำเป็นต้องส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ ยกเว้น ผู้ป่วยที่การทำงานของไตเสื่อม (GFR น้อยกว่า 30 ถึง 50 มล./นาที), อ้วนมาก, เด็กเล็กอายุต่ำกว่า 1 ปี, หญิงตั้งครรภ์ ให้ส่ง anti-Xa ยาต้านวิตามินเค (Warfarin) - PT/INR Direct oral anticoagulants (DOACs) - ไม่จำเป็นต้องส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ ยกเว้น ผู้ป่วยที่การทำงานของไตเสื่อม หรือมี drug interaction ยาต้านการทำงานของเกล็ดเลือด (Antiplatelet) - ไม่จำเป็นต้องส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ ยกเว้น สงสัยภาวะ antiplatelet resistance

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 72 5. ภาวะหลอดเลือดมีลิ่มเลือด Hemostatic testing ที่ควรเลือกใช้ หลอดเลือดด�ำ - อายุน้อยกว่า 50 ปี หรือ - เป็น VTE ซ้ำ หรือ - มีญาติสายตรงเป็น VTE หรือ - เป็น VTE หลายตำแหน่ง หรือ เป็นในตำแหน่งที่พบได้ไม่บ่อย เช่น portal, hepatic, mesenteric, cerebral vein - Protein C (PC) activity - Free protein S (PS) antigen - Antithrombin (AT) activity - Antiphospholipid antibody - Factor V Leiden* - Prothrombin G20210A* * เฉพาะชาวผิวขาว หลอดเลือดแดง - อายุน้อยกว่า 50 ปี - Antiphospholipid antibody - การส่งตรวจ hereditary thrombophilia ให้พิจารณาโดยแพทย์ผู้เชี่ยวชาญ - Warfarin-induced skin necrosis - PC activity - Free PS antigen การควบคุมคุณภาพขั้นตอนต่างๆ ของการทดสอบ ตั้งแต่ขั้นตอนก่อน การวิเคราะห์ แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ และขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ จะทำให้ได้ผลการตรวจวิเคราะห์ที่มีประสิทธิภาพ ถูกต้อง แพทย์สามารถนำผลที่ได้มา ใช้ในการดูแลรักษาผู้ป่วยได้อย่างมั่นใจ ในบทนี้จะเป็นการกล่าวถึงรายละเอียด ที่ควรทราบของการตรวจทางห้องปฏิบัติการต่อไปนี้ 1. Platelet count 2. Bleeding time 3. Platelet aggregation test 4. 20WBCT 5. Screening coagulogram 6. Coagulation factor assay

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 73 7. Thrombophilia factor assay 8. Homocysteine 9. Lupus anticoagulant 10. Anticardiolipin antibody & Anti ß2 glycoprotein I 1. การนับจ�ำนวนเกล็ดเลือด (platelet count) จากการตรวจ CBC จุดประสงค์ของการทดสอบ 1. เพื่อช่วยในการวินิจฉัยภาวะ thrombocytopenia 2. เพื่อประเมินผลการให้เกล็ดเลือดเข้มข้น ให้ส่งตรวจหลังให้เกล็ดเลือด 1 ชั่วโมง ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์(1,2) การเจาะเลือดจากหลอดเลือดดำ 1. ใช้เข็มขนาด 19-21 gauge 2. สามารถรัด tourniquet ได้ แต่ไม่ควรรัดนานกว่า 1 นาที 3. ใช้ ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) เป็นสารกันเลือดแข็ง 4. ผสมเลือดให้เข้ากับสารกันเลือดแข็งทันทีภายหลังการเจาะเลือด โดยการคว่ำ หลอดเก็บเลือดขึ้นลง 5 ครั้ง หรือตามคำแนะนำของบริษัทผู้ผลิตหลอดเก็บเลือด 5. ไม่ผสมหรือเขย่าหลอดเก็บเลือดอย่างรุนแรง 6. ในกรณีที่เจาะเลือดหลายหลอด ให้ลำดับในการใส่เลือด ดังนี้ 6.1 หลอดเก็บเลือดที่เป็นการตรวจการเพาะเชื้อ 6.2 หลอดเก็บเลือดที่ตรวจ coagulogram (สารกันเลือดแข็งเป็น sodium citrate) 6.3 หลอดเก็บเลือดที่ไม่มีสารกันเลือดแข็ง 6.4 หลอดเก็บเลือดที่มีสารกันเลือดแข็งเป็น heparin 6.5 หลอดเก็บเลือดที่มีสารกันเลือดแข็งเป็น EDTA 6.6 หลอดเก็บเลือดที่มีสารกันเลือดแข็งเป็น sodium fluoride (NaF) และ potassium oxalate

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 74 การขนส่ง 1. วางหลอดเลือดตั้งตรง ปิดจุก 2. สามารถส่งหลอดเก็บเลือดทางระบบ pneumatic 3. ขนส่งที่อุณหภูมิห้อง การเตรียมสิ่งส่งตรวจก่อนการวิเคราะห์ 1. ให้ทำการประเมิน clot ในสิ่งส่งตรวจ 2. ในสิ่งส่งตรวจที่พบ clot เกล็ดเลือดอาจมีระดับต่ำมาก ทำให้ผลการทดสอบ ไม่ถูกต้อง ช่วงเวลาและอุณหภูมิที่สามารถเก็บรักษาตัวอย่าง 1. เก็บในตู้เย็น (2– 8o ซ.) ได้ 24 ชั่วโมง 2. ก่อนนำมาตรวจ ต้องอุ่นที่อุณหภูมิห้อง เพื่อป้องกันไม่ให้มีการเกาะกลุ่ม ของเกล็ดเลือด แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ (1) 1. เครื่องมือและน้ำยาที่ใช้ต้องได้รับการรับรองโดยสำนักงานคณะกรรมการ อาหารและยาและต้องไม่มีการปรับแต่ง 2. ทำการควบคุมคุณภาพภายใน 2 ระดับ (ค่าปกติ และค่าผิดปกติ) ก่อนทำการ ทดสอบ โดยมีการกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ ดังนี้ 2.1 ห้องปฏิบัติการทำการทดสอบสารควบคุมคุณภาพซ้ำๆ อย่างน้อย 20 ค่า เพื่อหาค่าเฉลี่ย, ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน และกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ หรือ 2.2 ใช้ช่วงค่าในการยอมรับที่ได้จากเอกสารกำกับน้ำยาของบริษัทผู้ผลิต 3. ในกรณีที่ผลการควบคุมคุณภาพภายในอยู่นอกเกณฑ์ในการยอมรับ ต้องมี มาตรการในการแก้ไข 4. ควรเข้าร่วมการประเมินคุณภาพโดยองค์กรภายนอก 5. การตรวจนับเกล็ดเลือดโดยเครื่องวิเคราะห์อัตโนมัติอาจมีข้อจำกัดในบางกรณี ซึ่งทำให้ค่าที่ตรวจได้ผิดพลาด ดังนั้น จะต้องประเมินเกล็ดเลือดจากสเมียร์เลือด ด้วยเสมอในกรณีที่สงสัยว่าค่าที่ได้อาจจะไม่ถูกต้อง

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 75 6. ในกรณีที่ต้องการทำสเมียร์เลือด ต้องทำการทดสอบภายใน 3-4 ชั่วโมงหลังจาก เจาะเลือด เพื่อให้ได้ผลที่ถูกต้อง (3,4) ขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ค่าอ้างอิง 1. แต่ละห้องปฏิบัติการ ควรหาค่าอ้างอิงเอง(5,6) 2. โดยทั่วไป ค่าเกล็ดเลือดในคนปกติทุกกลุ่มอายุมีค่าเท่ากับ 150–400 x 106 /ลบ.มม.(7) 2. การตรวจ bleeding time เนื่องจากการตรวจ bleeding time มีหลายวิธี หากโรงพยาบาลใดจะทำการ ตรวจ bleeding time ขอแนะนำให้ทำการตรวจด้วยวิธีของ Ivy ซึ่งเป็นวิธีที่ Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) ได้แนะนำให้ใช้ โดยในระยะแรกใช้ใบมีด หรือ blood lancet ในการทำให้เกิดบาดแผล แต่พบว่าทำให้เกิดความผิดพลาดได้ง่าย ต่อมาจึงลดความผิดพลาดโดยการใช้ template(8) ซึ่งทำให้เกิดบาดแผลที่มีความยาว และลึกเท่ากันทุกครั้ง แต่อย่างไรก็ตามจากการศึกษาของ Koster และคณะ(9) พบว่า ค่าความแม่นยำในการทำซำ้ (reproducibility) ของการใช้ blood lancet และ Simplate มีความแตกต่างกันอย่างไม่มีนัยสำคัญทางสถิติ ดังนั้น เนื่องจาก template มีราคาแพง และในปัจจุบันไม่มีบริษัทนำเข้าจำหน่ายในประเทศไทย ในที่นี้ จึงแนะนำให้ทำการตรวจ bleeding time โดยใช้ blood lancet ชนิดที่มีจำหน่ายในประเทศไทย และมี การใช้อย่างแพร่หลาย ซึ่งส่วนปลายมีความกว้าง 1.5 มิลลิเมตร และยาว 3.8 มิลลิเมตร (รูปที่ 8.1) เมื่อเจาะจนมิดปลาย Blood lancet จะทำให้เกิดบาดแผลที่มีความกว้าง 1.5 มิลลิเมตร และลึก 3.8 มิลลิเมตร รูปที่ 8.1 Blood lancet ที่มีจำหน่ายในประเทศและมีการใช้อย่างแพร่หลาย ซึ่งส่วนปลาย มีความกว้าง 1.5 มิลลิเมตร และยาว 3.8 มิลลิเมตร

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 76 จุดประสงค์ของการทดสอบ เพื่อประเมินความผิดปกติในหน้าที่ของเกล็ดเลือดในผู้ป่วยภาวะไตวาย ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์ 1. ก่อนทำการตรวจ ต้องทราบค่าจำนวนเกล็ดเลือดของผู้ป่วย ซึ่งต้องไม่ตำ่กว่า 80,000- 100,000/ลบ.มม. และ hematocrit ไม่ต่ำกว่า 30% เนื่องจากภาวะเกล็ดเลือดต่ำ หรือซีด จะทำให้ค่า bleeding time ยาวกว่าปกติ(10) 2. ตรวจสอบเครื่องวัดความดันโลหิตว่ารั่วหรือไม่ 3. ชนิดและขนาดของอุปกรณ์เจาะเลือดเป็นแบบเดียวกับที่ใช้ในการหาค่าอ้างอิง 4. ผู้ป่วยต้องงดยาหรืออาหารที่มีผลต่อหน้าที่ของเกล็ดเลือดอย่างน้อย 1 สัปดาห์ ตารางที่ 8.2 ตารางที่ 8.2 ยาและอาหารที่มีผลต่อหน้าที่ของเกล็ดเลือด 1. Membrane stabilizing agents α-antagonist, ß-blockers, local anaesthetics (procaine), antihistamines, tricyclic antidepressants, frusemide 2. Agents which affect prostanoid synthesis Aspirin, non-steroid anti-inflammatory, corticosteroids 3. Antibiotics Penicillins, cephalosporins, ß-lactam derivatives 4. Agents which increase cyclic adenosine monophosphatase concentrations Dipyridamole, aminophyllines, prostanoids 5. Other drugs Heparin, dextrans, ethanol, phenothiazine, clofibrate, papaverine 6. Food Alcohol, garlic, certain Chinese food

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 77 แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ (11) 1. เลือกบริเวณที่จะเจาะเลือด ได้แก่ หน้าแขนใต้ข้อพับหน้าข้อศอก (antecubitalcrease) ประมาณ 2-3 เซนติเมตร หลีกเลี่ยงบริเวณที่เป็นหลอดเลือดดำ (superficial vein) ติดเชื้อ มีขน แผลเป็น รอยสัก รอยช้ำ และไฝ 2. รัดแขนเหนือข้อศอกด้วยเครื่องวัดความดันโลหิต 3. เช็ดผิวหนังบริเวณที่จะเจาะด้วยสำลีปราศจากเชื้อที่ชุบ 70% alcohol แล้วปล่อยให้แห้ง อย่างน้อย 30 วินาที 4. ปรับความดันที่ 40 มิลลิเมตรปรอท สำหรับผู้ใหญ่ แล้วรอประมาณ 30-60 วินาที เพื่อให้มั่นใจว่าความดันโลหิตคงที่ 5. เจาะผิวหนังบริเวณที่เลือกด้วย blood lancet โดยให้แนวยาวของบาดแผลขนาน กับแนวข้อพับ 6. กดนาฬิกาจับเวลาเมื่อเลือดออกจากบาดแผล 7. ซับเลือดที่ออกจากบาดแผลทุกๆ 30 วินาทีด้วยกระดาษกรองจนกระทั่งเลือด หยุดไหล คือไม่มีเลือดติดมา บนกระดาษกรอง ซึ่งในขณะซับหยดเลือดระวังอย่าให้ กระดาษกรองสัมผัสกับปากแผล 8. เวลาตั้งแต่เลือดออกจากบาดแผลจนกระทั่งเลือดหยุดไหลคือ bleeding time ขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์(10, 12-14) ปัจจัยที่มีผลต่อการทดสอบมีหลายปัจจัย ได้แก่ 1. ความหนาและความยืดหยุ่นของผิวหนังของผู้ป่วย 2. อุณหภูมิของผิวหนังของผู้ป่วย ถ้ามีอุณหภูมิต่ำกว่า 25o ซ. ค่า bleeding time จะยาวขึ้น 3. ตำแหน่งที่ทำให้เกิดบาดแผล หากทำให้เกิดบาดแผลที่หน้าแขนค่อนไปทางด้านข้าง แทนที่จะเป็นกลางหน้าแขน จะทำให้ได้ค่า bleeding time ยาวขึ้น 4. ทิศทางของบาดแผลก็มีผลต่อค่า bleeding time กล่าวคือ ถ้าบาดแผลอยู่ในแนว ขนานกับ antecubital crease ค่า bleeding time จะมีค่ายาวกว่าค่า bleeding time จากบาดแผลที่ตั้งฉากกับ antecubital crease 5. เพศหญิงมีค่า bleeding time ยาวกว่าเพศชาย 6. ผู้ป่วยที่มีค่า hematocrit ต่ำกว่าร้อยละ 30 จะทำให้ค่า bleeding time ยาวกว่า ที่ควรจะเป็น

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 78 7. การทำ bleeding time ในผู้ที่มีอายุน้อยกว่า 16 ปี หรือนำ้หนักน้อยกว่า 40 กิโลกรัม ต้องมีวิธีทำที่แตกต่างของขนาดบาดแผล ขนาดของ cuff ที่ใช้รัดแขน ความดันโลหิต รวมทั้งมีค่าอ้างอิงที่ต่างไป(8) ปัจจัยต่างๆ ที่มีผลต่อค่า bleeding time มีทั้งปัจจัยที่เกิดจากตัวผู้ป่วย และ ปัจจัยทางเทคนิคการตรวจวัด ดังนั้น ควรพิจารณาปัจจัยที่เกิดจากผู้ป่วยประกอบการแปล ผลการทดสอบ ส่วนปัจจัยทางเทคนิคการตรวจวัด ผู้ที่ทำการทดสอบควรทำให้เหมือนกับ ในการหาค่าอ้างอิงสำหรับห้องปฏิบัติการที่ให้บริการ ดังแสดงในตัวอย่างการหาค่าอ้างอิง ดังนี้ ตัวอย่างที่ 1 1. จำนวนอาสาสมัคร 26 คน ผู้หญิง 13 คน ผู้ชาย 13 คน 2. อายุของอาสาสมัคร 20-50 ปี 3. ใช้ blood lancet ซึ่งส่วนปลายมีความกว้าง 1.5 มิลลิเมตร และยาว 3.8 มิลลิเมตร 4. ทิศทางของบาดแผลอยู่ในแนวขนานกับ antecubital fossa ค่าอ้างอิง 1 นาที 30 วินาที – 4 นาที ตัวอย่างที่ 2 1. จำนวนอาสาสมัคร 21 คน ผู้หญิง 11 คน ผู้ชาย 10 คน 2. อายุของอาสาสมัคร 21-49 ปี (median 29 ปี) 3. ใช้ clamp จับใบมีด (blade) ให้มีความกว้าง 2 มม. และลึก 4 มม. 4. ทิศทางของบาดแผลอยู่ในแนวขนานกับ antecubital fosasa ค่าอ้างอิง 1 นาที 15 วินาที – 6 นาที 45 วินาที การแปลผล(15) ค่า bleeding time ที่ยาวกว่าปกติพบได้ในความผิดปกติต่อไปนี้ 1. ความผิดปกติของหลอดเลือดฝอย โดยมีความเปราะมากกว่าปกติ เช่น ภาวะพร่อง วิตามินซี (scurvy) vasculitis 2. ความผิดปกติในหน้าที่ของเกล็ดเลือด เช่น ภาวะไตวาย โรควอนวิลลิแบรนด์ hereditary platelet dysfunction 3. ได้รับยาที่มีผลต่อหน้าที่ของเกล็ดเลือด เช่น aspirin, non-steroidal anti-inflammatory drug

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 79 3. การตรวจการท�ำงานของเกล็ดเลือด (Platelet aggregation test) จุดประสงค์ของการทดสอบ เพื่อช่วยในการวินิจฉัยภาวะ hereditary platelet dysfunction ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์(1,2,16,17) การเจาะเลือดจากหลอดเลือดดำ 1. ตรวจสอบข้อมูลการได้รับยาของผู้ป่วย เพราะมียาหลายชนิดที่มีผลต่อการทำงาน ของเกล็ดเลือด 2. ใช้เข็มขนาด 19-21 gauge 3. สามารถรัด tourniquet ได้ แต่ไม่ควรรัดนานกว่า 1 นาที 4. ใช้ 3.2% หรือ 3.8% sodium citrate เป็นสารกันเลือดแข็ง 5. สัดส่วน sodium citrate : blood เท่ากับ 1:9 6. ในกรณีที่ใช้ syringe ในการเจาะเลือด 6.1 ให้ทิ้งเลือด 3-5 มิลลิเมตร แรกไป และเปลี่ยน syringe ใหม่ 6.2 เวลาใส่ในหลอดเก็บเลือดให้ถอดหัวเข็มออก 7. ในกรณีที่เจาะเลือดหลายหลอดด้วยระบบสุญญากาศ ให้ลำดับในการใส่เลือด ดังนี้ - หลอดเก็บเลือดที่เป็นการตรวจการเพาะเชื้อ - หลอดเก็บเลือดที่ตรวจ platelet aggregation (สารกันเลือดแข็งเป็น 3.2% หรือ 3.8% sodium citrate) 8. ผสมเลือดให้เข้ากับสารกันเลือดแข็งทันทีภายหลังการเจาะเลือด โดยการคว่ำหลอด เก็บเลือดขึ้นลง 5 ครั้ง หรือตามคำแนะนำของบริษัทผู้ผลิตหลอดเก็บเลือด การขนส่ง 1. วางหลอดเลือดตั้งตรง ปิดจุก 2. ไม่ส่งหลอดเก็บเลือดทางระบบ pneumatic 3. ขนส่งที่อุณหภูมิห้อง

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 80 การเตรียมสิ่งส่งตรวจก่อนการวิเคราะห์ 1. ให้ทำการประเมิน clot ในสิ่งส่งตรวจ 2. ในสิ่งส่งตรวจที่พบ clot เกล็ดเลือดอาจมีระดับตำ่มาก ทำให้ผลการทดสอบไม่ถูกต้อง 3. ปั่นที่ความเร็วรอบ 200–250 g นาน 10 นาที เพื่อให้ได้ platelet rich plasma (PRP) ซึ่งใช้ในการตรวจ platelet aggregation ช่วงเวลาและอุณหภูมิที่สามารถเก็บรักษาตัวอย่าง หากไม่สามารถตรวจวิเคราะห์ได้ทันที 1. เก็บที่อุณหภูมิห้องได้ 4 ชั่วโมง 2. การทดสอบการทำงานของเกล็ดเลือด ต้องรีบทำการทดสอบภายใน 3-4 ชั่วโมง หลังจากเจาะเลือด เพื่อให้ได้ผลการทดสอบที่ถูกต้อง แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ(1) 1. เครื่องมือและน้ำยาที่ใช้ ต้องได้รับการรับรองโดยสำนักงานคณะกรรมการอาหาร และยา และต้องไม่มีการปรับแต่ง 2. ระยะเวลาในการตรวจ platelet aggregation ให้ตั้งสิ่งส่งตรวจทิ้งไว้อย่างน้อย 15 นาที โดยควรเริ่มทำตรวจวิเคราะห์ตั้งแต่ 30 นาทีและไม่เกิน 4 ชั่วโมงหลังเก็บสิ่ง ส่งตรวจ เนื่องจาก platelet poor plasma (PPP) มีการปล่อยก๊าซ CO2 ทำให้ มีผลต่อ pH ในพลาสมาที่เก็บไว้นานๆ และในช่วง 30 นาทีแรกหลังจากดูดเลือด เกล็ดเลือดอาจจะมี refractory ต่อ epinephrine ได้ โดยเป็นผลมาจากการปั่นเลือด ทำให้มีการปล่อย adenosine diphosphate (ADP) จากเม็ดเลือดแดง และเกล็ดเลือด 3. ในกรณีที่การตรวจ platelet aggregation ใช้วิธี optical aggregation ต้องมี กระบวนการในการระบุค่าความเข้มข้นที่เหมาะสมของเกล็ดเลือดใน platelet rich plasma (PRP) เนื่องจากการวัด optical platelet aggregation เป็นการวัด การเปลี่ยนแปลงของการส่งผ่านของแสงเมื่อมี platelet aggregate โดยวัดเป็น percent light transmittance การวัดด้วยวิธีนี้จะใช้สิ่งส่งตรวจ PRP ดังนั้น ในกรณีที่ เกล็ดเลือดใน PRP สูงหรือต่ำไป ผลการทดสอบที่ได้อาจจะไม่ถูกต้อง จำนวนของ เกล็ดเลือดที่เหมาะสม อยู่ในช่วง 200-300 x 106 /ลบ.มม.

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 81 4. สำหรับในกรณีที่สิ่งส่งตรวจที่มีจำนวนเกล็ดเลือดสูงเกินไป สามารถเจือจางได้ ด้วย PPP (มีจำนวนของเกล็ดเลือด <10 x 106 /ลบ.มม.) ถึงแม้จะมีรายงานว่า PPP สามารถยับยั้ง platelet aggregation แต่ในกรณีที่นำ PPP มาผสม PPD เพื่อ ปรับจำนวนเกล็ดเลือดพบว่าไม่มีผลกระทบในการแปลผลการ aggregation ต่อการ ตอบสนองต่อ platelet agonist ในผู้ป่วยที่มีเลือดออกผิดปกติ 5. PRP ที่มีจำนวนเกล็ดเลือดสูงหรือตำ่ กว่าค่าที่กำหนด สามารถนำมาทำการทดสอบได้ แต่ต้องมีการระบุเพิ่มเติมในการรายงานผลว่าจำนวนของเกล็ดเลือดไม่เหมาะสม 6. Agonist ที่ใช้ในการทดสอบ มี ADP, epinephrine, collagen, arachidonic acid และ ristocetin 7. ควรมีแนวทางในการควบคุมคุณภาพของน้ำยาที่ใช้โดยทดสอบกับตัวอย่าง ของคนปกติควบคู่ไปด้วย(11) ขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ค่าอ้างอิง ค่าอ้างอิงของ platelet agonist แต่ละชนิด ได้มาจากอาสาสมัคร การแปลผลการตรวจ platelet aggregation 1. Von Willibrand disease (vWD) type 1 และโรค Bernard-Soulier syndrome (BSS) พบว่า platelet aggregation ให้ผลปกติต่อ agonist ทุกตัวยกเว้น ristocetin 2. โรค Glanzmann’s thrombasthenia (GT) พบว่า platelet aggregation ให้ ผลผิดปกติต่อ agonist ทุกตัวยกเว้น ristocetin 3. โรค platelet release defect (PRD) และ storage pool disease (SPD) พบว่ามีเพียง first-wave aggregation เกิดขึ้นเมื่อเติม ADP และ epinephrine ส่วน collagen-induced aggregation จะลดลงอย่างมาก สำหรับ arachidonateinduced aggregation อาจให้ผลปกติหรือผิดปกติ แต่ภายหลังรับประทานยา aspirin จะผิดปกติเสมอ

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 82 4. 20-minute whole blood clotting test (20WBCT) จุดประสงค์ของการทดสอบ 1. เพื่อการวินิจฉัยภาวะงูพิษกัด และการมีพิษงูในกระแสเลือด 2. เพื่อประเมินความรุนแรง และช่วยตัดสินใจในการรักษาด้วยเซรุ่ม 3. เพื่อติดตามผลการรักษาผู้ป่วยที่ถูกงูพิษกัดที่ได้รับเซรุ่ม ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์(18) หลอดแก้วที่ใช้ในการทดสอบ 20WBCT องค์การอนามัยโลกแนะนำให้ใช้ หลอดทดลองแก้วที่ใหม่ ขนาด 13 x 100 มิลลิเมตร เพื่อหลีกเลี่ยงการรบกวนจาก detergent ซึ่งจะทำให้เลือดไม่แข็งตัว แต่หากใช้หลอดทดลองที่ใช้แล้ว ต้องเป็นหลอด ที่สะอาดและแห้ง ดังนั้น ในกรณีที่ไม่มีหลอดทดลองใหม่ ต้องทำความสะอาดหลอด ทดลองด้วยวิธีมาตรฐานดังต่อไปนี้(19) 1. ทำความสะอาดหลอดแก้วที่ใช้ทดลองด้วยน้ำยาล้างเครื่องแก้ว ตามด้วยการล้าง น้ำประปา 2-3 ครั้ง เพื่อกำจัด detergent ออกให้หมด 2. หลังจากล้างด้วยน้ำประปาจนสะอาดแล้ว กลั้วด้วยน้ำกลั่นอีกหนึ่งครั้ง 3. อบหลอดแก้วให้แห้งใน hot air oven ที่อุณหภูมิ 120o ซ. เป็นเวลา 60-90 นาที แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ 1. เจาะเลือดจากหลอดเลือดดำ แล้วเติมเลือด 2 มิลลิลิตร ลงในหลอดทดลองแก้ว ขนาด 13x100 มิลลิเมตร 2. วางหลอดทดลองที่มีเลือดไว้ที่อุณหภูมิห้องนาน 20 นาที โดยไม่มีการกระทบ กระเทือนหลอดทดลอง 3. เมื่อครบเวลา ยกหลอดขึ้นเอียงดูเพียงครั้งเดียว 4. หากเลือดในหลอดทดลองยังไหลอยู่ แสดงว่าเลือดไม่แข็งตัว

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 83 ขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์(18) 1. ในการทดสอบ 20WBCT หากใช้หลอดทดลองที่มีการปนเปื้อนของ detergent อาจทำให้ไม่มีการกระตุ้น factor XII จึงมีผลทำให้เลือดไม่แข็งตัว แต่ได้ทำการศึกษา แล้วว่าหากใช้หลอดทดลองที่ผ่านการล้างให้สะอาดและแห้งตามวิธีที่กล่าวในข้างต้น เลือดของคนปกติจำนวน 26 ราย มีการแข็งตัวภายในเวลา 20 นาที ซึ่งให้ผล สอดคล้องกับการทดสอบโดยการใช้หลอดทดลองใหม่ทั้ง 26 ราย 2. หากผลการทดสอบไม่ชัดเจน ควรทำการทดสอบซ้ำอีกครั้งหนึ่ง ค่าอ้างอิง < 20 นาที การแปลผล(18) การที่ 20WBCT มีค่ามากกว่า 20 นาที แสดงว่ามีระดับไฟบริโนเจนตำ่กว่าปกติ (hypofibrinogenemia) จึงทำให้เลือดไม่แข็งตัว ซึ่งเป็นผลจากพิษงูชนิด hematotoxin เช่น งูแมวเซา งูกะปะ หรือ งูเขียวหางไหม้ 5. การตรวจ Screening coagulogram (APTT และ PT) จุดประสงค์ของการทดสอบ 1. เพื่อช่วยวินิจฉัยภาวะ coagulation defect 2. เพื่อติดตามผลการรักษาด้วยปัจจัยการแข็งตัวของเลือดและ/หรือแฟคเตอร์เข้มข้น 3. เพื่อติดตามการรักษาด้วยยา unfractionated heparin (UFH) ด้วย APTT ratio และยาต้านวิตามินเค ด้วย PT/INR ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์(1,2,8,20,21) การเจาะเลือดจากหลอดเลือดดำ 1. ใช้เข็มขนาด 19-21 gauge 2. สามารถรัด tourniquet ได้ แต่ไม่ควรรัดนานกว่า 1 นาที 3. ใช้ 3.2% sodium citrate เป็นสารกันเลือดแข็ง 4. สัดส่วน sodium citrate: blood เท่ากับ 1:9

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 84 5. ในกรณีที่เจาะเลือดหลายหลอดด้วยระบบสุญญากาศ ให้ลำดับในการใส่เลือด ดังนี้ - หลอดเก็บเลือดที่เป็นการตรวจการเพาะเชื้อ - หลอดเก็บเลือดที่ตรวจ coagulogram (สารกันเลือดแข็งเป็น 3.2% sodium citrate) 6. ผสมเลือดให้เข้ากับสารกันเลือดแข็งทันทีภายหลังการเจาะเลือด โดยการคว่ำหลอด เก็บเลือดขึ้นลง 5 ครั้ง หรือตามคำแนะนำของบริษัทผู้ผลิตหลอดเก็บเลือด 7. กรณีที่ผู้ป่วยมีค่า hematocrit (Hct) สูงกว่าร้อยละ 55 ต้องปรับปริมาณสาร กันเลือดแข็งให้เหมาะสมกับพลาสมาผู้ป่วย เนื่องจากในผู้ป่วยที่ Hct มีค่ามากกว่าร้อยละ 55 ปริมาณสารกันเลือดแข็งจะไม่ได้สัดส่วนที่ถูกต้อง เพราะการมี Hct สูงจะทำให้ เหลือปริมาณพลาสมาน้อยลง ทำให้สัดส่วนของ citrate สูงกว่าที่กำหนด โดยการ คำนวณและเติมเลือดในหลอดเก็บเลือดให้ครบ 5 มิลลิลิตร ปริมาตรสารกันเลือดแข็ง (มล.) = 0.5 x (100 - Hct) 8. ไม่ควรเก็บจากสายสวนหลอดเลือดดำที่มีการหล่อด้วย heparin หากจำเป็นต้องเก็บ จะต้องทำการดูดเลือดจากสายสวนหลอดเลือดดำทิ้ง 6 เท่าของ dead space ของ catheter และ extension set หรือ 5 มิลลิลิตร 9. ในกรณีที่เก็บสิ่งส่งตรวจจาก normal saline lock ให้ดูดเลือดทิ้งอย่างน้อย 2 เท่า ของ dead space ของ catheter และ extension set 10. ในกรณีที่ดูดเลือดมาไม่พอดี อาจทำให้ได้ผลการทดสอบที่ไม่ถูกต้อง ปริมาณเลือด ที่ยอมรับว่าสามารถทำการทดสอบได้ คือ ไม่ควรต่ำกว่าร้อยละ 90 ของปริมาณที่ กำหนด ในกรณีที่ทำการทดสอบในสิ่งส่งตรวจที่มีปริมาณน้อยกว่าร้อยละ 90 ของ ปริมาณที่กำหนด ต้องมีการศึกษาภายในห้องปฏิบัติการนั้นว่าผลการทดสอบที่ได้ สามารถยอมรับได้ 11.สำหรับผู้ป่วยรับประทานยาต้านวิตามินเค แนะนำให้ผู้ป่วยรับประทานยามื้อเย็น หรือก่อนนอน เพื่อให้ผู้ป่วยมารับการตรวจ PT-INR ในช่วงเช้า 12. สำหรับผู้ป่วยที่ได้รับยา UFH ควรเจาะเลือดเพื่อติดตามผลการรักษาในช่วงเวลาใกล้เคียง เดิมในแต่ละวันเพื่อป้องกันปัญหาในการแปลผลจาก diurnal variation 55

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 85 การขนส่ง 1. วางหลอดเลือดตั้งตรง ปิดจุก 2. สามารถส่งหลอดเก็บเลือดทางระบบ pneumatic 3. ขนส่งที่อุณหภูมิห้อง การเตรียมสิ่งส่งตรวจก่อนการวิเคราะห์ 1. ให้ทำการประเมิน clot ในสิ่งส่งตรวจ 2. ในสิ่งส่งตรวจที่พบ clot ปัจจัยการแข็งตัวของเลือดจะมีระดับต่ำลง ทำให้ผลการ ทดสอบไม่ถูกต้อง 3. ปั่นสิ่งส่งตรวจที่ความเร็วรอบ 1,500 g นาน 15 นาที เพื่อให้ได้ platelet poor plasma (PPP) 4. ในกรณีที่ส่งตัวอย่างสิ่งส่งตรวจเป็น frozen plasma จะไม่สามารถแยกได้ว่า เป็นซีรัมหรือพลาสมา ควรจะต้องมีระบบในการบ่งชี้ว่าสิ่งส่งตรวจนั้นเป็นอะไร เช่น เมื่อทดสอบ PT และ APTT พบว่าไม่สามารถมีการแข็งตัวของเลือด (no coagulation) และระดับ fibrinogen น้อยกว่า 25 มิลลิกรัม/เดซิลิตร สิ่งส่งตรวจนั่นน่าจะเป็นซีรัมไม่ใช่พลาสมา ช่วงเวลาและอุณหภูมิที่สามารถเก็บรักษาสิ่งส่งตรวจ หากไม่สามารถตรวจวิเคราะห์ได้ ทันที เนื่องจาก factor V และ VIII เป็น labile factor จะค่อยๆ สลายไป ทำให้ผล การทดสอบ APTT และ PT ยาวกว่าความเป็นจริง จึงมีข้อแนะนำ ดังนี้ 1. การทดสอบ PT - สิ่งส่งตรวจที่ไม่ปั่นแยกหรือปั่นแยก เก็บที่อุณหภูมิห้อง (18–24o ซ.) ได้ 24 ชั่วโมง 2. การทดสอบ APTT และ thrombin time (TT) - สิ่งส่งตรวจที่ไม่ปั่นแยกหรือปั่นแยก ให้เก็บที่อุณหภูมิห้อง (18–24o ซ.) ได้ 4 ชั่วโมง 3. ในกรณีที่ไม่สามารถทำการทดสอบ PT หรือ APTT ได้ในช่วงเวลานั้น ต้องรีบปั่น แยกให้เป็น PPP และแยกเก็บในหลอดใหม่และแช่ในตู้เย็น –20°ซ. (ได้ 2 สัปดาห์) หรือ –70°ซ. (ได้ 1 ปี)

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 86 4. สิ่งส่งตรวจที่มี unfractionated heparin (UFH) ต้องรีบปั่นแยกพลาสมาภายใน 1 ชั่วโมง 5. สิ่งส่งตรวจของผู้ป่วยที่ได้รับ UFH และต้องการตรวจ APTT ratio ต้องรีบปั่นแยก พลาสมาภายใน 1 ชั่วโมง แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ(1) 1. เครื่องมือและน้ำยาที่ใช้ ต้องได้รับการรับรองโดยสำนักงานคณะกรรมการอาหาร และยาและต้องไม่มีการปรับแต่ง 2. ทำการควบคุมคุณภาพภายใน 2 ระดับ (ค่าปกติ และค่าผิดปกติ) ก่อนทำการทดสอบ โดยมีการกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ ดังนี้ 2.1 ห้องปฏิบัติการทำการทดสอบสารควบคุมคุณภาพซ้ำๆ อย่างน้อย 20 ค่า เพื่อหาค่าเฉลี่ย, ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน และกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ หรือ 2.2 ใช้ช่วงค่าในการยอมรับที่ได้จากเอกสารกำกับน้ำยาของบริษัทผู้ผลิต 3. ในกรณีที่ผลการควบคุมคุณภาพภายในอยู่นอกเกณฑ์ในการยอมรับ ต้องมีมาตรการ ในการแก้ไข 4. ควรเข้าร่วมการประเมินคุณภาพโดยองค์กรภายนอก 5. ในกรณีที่เครื่องอัตโนมัติไม่สามารถทำการทดสอบ PT หรือ APTT ได้ เนื่องจากผลการทดสอบเกินค่าที่กำหนดหรือพบความผิดปกติของสิ่งส่งตรวจ เช่น hyperbilirubinemia, lipemia ต้องทำการทดสอบด้วยวิธีอื่น เช่น วิธี manual หรือใช้เครื่องตรวจวิเคราะห์ที่ไม่ได้ใช้หลักการการผ่านของแสง ขั้นตอนหลังการตรวจวิเคราะห์ ค่าอ้างอิง(1) เนื่องจากน้ำยาที่ใช้ในการทดสอบ PT และ APTT มีความแตกต่างกัน ไม่ว่า จะมาจากต่างบริษัทหรือต่าง lot น้ำยา ดังนั้น จึงควรหาค่าอ้างอิงจากน้ำยาที่ใช้ ณ ปัจจุบัน และเปลี่ยนค่าอ้างอิงทุกครั้งที่เปลี่ยน lot น้ำยา/ชนิดน้ำยา แนวทางการหาค่าอ้างอิงส�ำหรับการตรวจ screening coagulogram (APTT, PT) (22,23) 1. คัดเลือกอาสาสมัครจากกลุ่มผู้ที่แข็งแรงทั้งผู้หญิงและผู้ชาย ไม่มีโรคประจำตัวใดๆ และไม่รับประทานยาใดๆ จำนวนอย่างน้อย 20 – 40 ราย

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 87 2. ตัดค่าที่เป็น outlier เช่น มีผลที่มีความแตกต่างอย่างชัดเจนออกไปก่อน หรือคำนวณ Dixoner’s test ดังนี้ D = ค่าความแตกต่างระหว่างค่าที่น่าจะเป็น outlier กับค่ามากที่สุด หรือ ค่าน้อยที่สุด R = ความแตกต่างระหว่างค่าสูงสุดและต่ำสุด (รวม outlier) ถ้า D > 1/3 ของ R จะถือว่าเป็น outlier 3. การหาค่าอ้างอิงมีแนวทาง ดังนี้ - เริ่มจากการวิเคราะห์ว่าข้อมูลที่ได้มีการกระจายเป็นอย่างไร - หากข้อมูลที่ได้มีการกระจายแบบปกติ (normal distribution หรือ Gaussian distribution) ใช้ parametric method คือ หาค่าเฉลี่ย (X) และค่า เบี่ยงเบนมาตรฐาน (SD) ค่าอ้างอิง คือ X ±2SD โดยค่าต่ำสุดคือ X -2SD ส่วนค่าสูงสุดคือ X +2SD - หากข้อมูลที่ได้มีการกระจายแบบไม่ปกติ ก็จะใช้ non-parametric method คือ หาค่าตำแหน่งเปอร์เซ็นต์ไทล์ที่ 2.5 และ 97.5 ค่าอ้างอิง ค่าตำ่สุด คือ ตำแหน่ง เปอร์เซ็นต์ไทล์ที่ 2.5 ส่วนค่าสูงสุด คือ เปอร์เซ็นต์ไทล์ที่ 97.5 การรายงานผล APTT therapeutic rangeที่ใช้ในการตรวจติดตาม UFH 1. APTT ratio คำนวณจาก APTT ผู้ป่วย/ค่า mean ของ APPT ที่ได้จากคนปกติ 20 ราย 2. เนื่องจากน้ำยา APTT จากแต่ละบริษัทและเครื่องมือที่ตรวจวัดที่ต่างกัน จะมี ความไวต่อ heparin ไม่เท่ากัน ดังนั้น จึงควรหาค่า heparin therapeutic range ของการทดสอบ APTT โดยการใช้พลาสมาที่เตรียมจากเลือดของผู้ป่วยที่ได้รับ heparin ที่ใช้ 3.2% sodium citrate เป็นสารกันเลือดแข็งมาวัดค่า APTT และ ระดับ heparin activity เพื่อคำนวณค่า therapeutic range 3. ไม่แนะนำให้เติม heparin ลงในพลาสมาในหลอดทดลองเพื่อหาค่า therapeutic range เนื่องจาก heparin binding proteins ในหลอดทดลองอาจจะทำให้ได้ค่า therapeutic range ที่ไม่ถูกต้อง การรายงานผล PT/INR 1. เปลี่ยนค่า international sensitivity index (ISI) ให้ตรงตาม lot น้ำยา PT และ เครื่องมือที่ใช้อยู่

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 88 2. การคำนวณ international normalized ratio (INR) ต้องใช้ค่า ISI ที่ตรงตาม lot ของน้ำยา PT และเครื่องมือที่ใช้อยู่ (เปลี่ยนทุกครั้งตาม lot ของน้ำยาหรือเครื่องมือ) 3. การคำนวณ INR ต้องใช้ค่าเฉลี่ยแบบ geometric (geometric mean) ในการ คำนวณโดยมีสูตรดังนี้ INR = (PT ของผู้ป่วย/ค่าเฉลี่ยแบบ geometric ของ PT ที่ได้จากคนปกติ) ISI 4. ห้องปฏิบัติการควรหาค่าเฉลี่ยแบบ geometric ของ PT ที่ได้จากคนปกติจำนวน อย่างน้อย 20 ราย ด้วยตนเอง เนื่องจากค่านี้เปลี่ยนแปลงได้จากหลายปัจจัย อาทิ กระบวนการในการเก็บสิ่งส่งตรวจ ประเภทของเครื่องมือ lot ของน้ำยา และ ประเภทของน้ำยา 6. การตรวจ coagulation factor VIII / IX assay จุดประสงค์ของการทดสอบ 1. เพื่อวินิจฉัยโรคฮีโมฟีเลียเอและโรคฮีโมฟีเลียบี 2. เพื่อติดตามการรักษาด้วยปัจจัยการแข็งตัวของเลือดและ/หรือแฟคเตอร์เข้มข้น ขั้นตอนก่อนการวิเคราะห์(1,2,8,20) การเจาะเลือดจากหลอดเลือดดำ 1. ใช้เข็มขนาด 19-21 gauge 2. สามารถรัด tourniquet ได้ แต่ไม่ควรรัดนานกว่า 1 นาที 3. ใช้ 3.2% sodium citrate เป็นสารกันเลือดแข็ง 4. สัดส่วน sodium citrate : blood เท่ากับ 1:9 5. ในกรณีที่เจาะเลือดหลายหลอดด้วยระบบสุญญากาศ ให้ลำดับในการใส่เลือด ดังนี้ - หลอดเก็บเลือดที่เป็นการตรวจการเพาะเชื้อ - หลอดเก็บเลือดที่ตรวจ coagulogram (สารกันเลือดแข็งเป็น sodium citrate) 6. ผสมเลือดให้เข้ากับสารกันเลือดแข็งทันทีภายหลังการเจาะเลือด โดยการคว่ำ หลอดเก็บเลือดขึ้นลง 5 ครั้ง หรือตามคำแนะนำของบริษัทผู้ผลิตหลอดเก็บเลือด 7. กรณีที่ผู้ป่วยมี hematocrit (Hct) สูงกว่าร้อยละ 55 ต้องปรับปริมาณสาร กันเลือดแข็งให้เหมาะสมกับพลาสมาผู้ป่วย เนื่องจากในผู้ป่วยที่ Hct มากกว่า ร้อยละ 55 ปริมาณสารกันเลือดแข็งจะไม่ได้สัดส่วนที่ถูกต้อง โดยในกรณีที่มี Hct สูง จะทำให้เหลือปริมาณพลาสมาน้อยลง ทำให้สัดส่วนของ citrate สูงกว่าที่กำหนด

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 89 โดยการคำนวณและเติมเลือดในหลอดเก็บเลือดให้ครบ 5 มิลลิลิตร ปริมาตรสารกันเลือดแข็ง (มล.) = 0.5 x (100-Hct) 8. ไม่ควรเก็บจากสายสวนหลอดเลือดดำที่มีการหล่อด้วย heparin หากจำเป็นต้องเก็บ ให้ดูดเลือดจากสายสวนหลอดเลือดดำทิ้ง 6 เท่าของ dead space ของ catheter และ extension set หรือ 5 มิลลิลิตร 9. ในกรณีที่เก็บสิ่งส่งตรวจจาก normal saline lock ให้ดูดเลือดทิ้งอย่างน้อย 2 เท่า ของ dead space ของ catheter และ extension set 10. ในกรณีที่ดูดเลือดมาไม่พอดี อาจทำให้ได้ผลการทดสอบที่ไม่ถูกต้อง ปริมาณเลือดที่ ยอมรับว่าสามารถทำการทดสอบได้คือไม่ควรต่ำกว่าร้อยละ 90 ของปริมาณที่ กำหนดในกรณีที่ทำการทดสอบในสิ่งส่งตรวจที่มีปริมาณน้อยกว่าร้อยละ 90 ของ ปริมาณที่กำหนดต้องมีการศึกษาภายในห้องปฏิบัติการนั้นว่าผลการทดสอบที่ได้ สามารถยอมรับได้ การขนส่ง 1. วางหลอดเลือดตั้งตรง ปิดจุก 2. สามารถส่งหลอดเก็บเลือดทางระบบ pneumatic 3. ขนส่งที่อุณหภูมิห้อง การเตรียมสิ่งส่งตรวจก่อนการวิเคราะห์ 1. ให้ทำการประเมิน clot ในสิ่งส่งตรวจ 2. ในสิ่งส่งตรวจที่พบ clot ปัจจัยการแข็งตัวของเลือดจะมีระดับต่ำลง ทำให้ผลการ ทดสอบไม่ถูกต้อง 3. ปั่นที่ความเร็วรอบ 1,500 g นาน 15 นาที เพื่อให้ได้ PPP 4. ในกรณีที่ส่งตัวอย่างสิ่งส่งตรวจเป็น frozen plasma จะไม่สามารถแยกได้ว่าเป็น ซีรัมหรือพลาสมา ควรจะต้องมีระบบในการบ่งชี้ว่าสิ่งส่งตรวจนั้นเป็นอะไร เช่น เมื่อ ทดสอบ PT และ APTT พบว่า no coagulation และระดับ fibrinogen น้อยกว่า 25 มิลลิกรัม/เดซิลิตร สิ่งส่งตรวจนั่นน่าจะเป็นซีรัมไม่ใช่พลาสมา 55

แนวทางการตรวจทางห้องปฏิบัติการระบบการห้ามเลือดส�ำหรับประเทศไทย (Thai National Guidelines for Hemostatic Laboratory Testing) 90 ช่วงเวลาและอุณหภูมิที่สามารถเก็บรักษาตัวอย่าง หากไม่สามารถตรวจวิเคราะห์ได้ทันที เนื่องจาก factor V และ VIII เป็น labile factor จะค่อยๆ สลายไป ดังนั้น 1. สิ่งส่งตรวจที่ไม่ปั่นแยก หรือปั่นแยกให้เก็บที่อุณหภูมิห้อง (18–24°ซ.) ได้ 4 ชั่วโมง 2. ในกรณีที่ไม่สามารถทำการทดสอบได้ในช่วงเวลานั้น ต้องรีบปั่นแยกให้เป็น PPP และ แยกเก็บในหลอดใหม่และแช่ในตู้เย็น –20°ซ (ได้ 2 สัปดาห์) หรือ –70°ซ. (ได้ 1 ปี) แนวทางการตรวจวิเคราะห์อย่างมีคุณภาพ (1) 1. เครื่องมือและน้ำยาที่ใช้ ต้องได้รับการรับรองโดยสำนักงานคณะกรรมการอาหาร และยาและต้องไม่มีการปรับแต่ง 2. ทำการควบคุมคุณภาพภายใน 2 ระดับ (ค่าปกติ และค่าผิดปกติ) ก่อนทำการทดสอบ โดยมีการกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ ดังนี้ 2.1 ห้องปฏิบัติการทำการทดสอบสารควบคุมคุณภาพซ้ำๆ อย่างน้อย 20 ค่า เพื่อ หาค่าเฉลี่ย, ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน และกำหนดเกณฑ์ในการยอมรับ หรือ 2.2 ใช้ช่วงค่าในการยอมรับที่ได้จากเอกสารกำกับน้ำยาของบริษัทผู้ผลิต 3. ควรเข้าร่วมการประเมินคุณภาพโดยองค์กรภายนอก 4. standard curve ที่ใช้ในการวัดระดับปัจจัยแข็งตัวของเลือด ควรจะมีอย่างน้อย 3 จุด และ set curve ใหม่ทุกครั้ง 5. ควรมีการเจือจางพลาสมาผู้ป่วยอย่างน้อย 3 ระดับ ในการ plot curve 6. ในกรณีที่มี inhibitor effect ควรมีการรายงานผลโดยเพิ่ม comment เช่น “inhibitor detected” ในใบรายงานผล 7. ทำการประเมิน analytical measurement range (AMR) ด้วยสารที่มี matrix ที่เหมาะสม อย่างน้อยที่ค่าระดับตำ่ ปานกลาง และสูงของ AMR รวมทั้งกระบวนการ ในการทำการทดสอบและเกณฑ์ในการยอมรับ 8. ในกรณีที่ผลการทดสอบที่ได้มากกว่าหรือน้อยกว่าค่า AMR หากต้องการรายงานผล เป็นตัวเลข ควรมีกระบวนการเพิ่มเติม เช่น เจือจาง เพื่อให้ได้ค่าที่อยู่ในช่วง ARM ในกรณีที่รายงานผลเป็น “มากกว่า” หรือ “ น้อยกว่า” ช่วงค่า AMR ไม่จำเป็นต้อง ทำแบบนี้