ໃນ ສປປ ລາວ ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າ ລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ (ສວລ) ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ ກະຊວງສາທາລະນະສຸກ ສວລ NCLE
Cສາລະບານ 1. ບົດນໍາ..........................................................................................................................................1 2. ແບບຟອມສັ່ງປູກເຊື້ອຂອງຄົນເຈັບທີ່ນໍາໃຊ້ຢູ່ສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງ .............................................................1 3. ການຈັດບູລິມະສິດຂອງຕົວຢ່າງ, ເຊື້ອພະຍາດ ແລະ ຢາຕ້ານເຊື້ອສໍາລັບການເຝົ້າລະວັງ ................................1 4. ນິຍາມທາງດ້ານອາການຄີລນິກ .........................................................................................................3 4.1. ການຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນເລືອດ ...................................................................................................3 4.2. ການຕິດເຊື້ອໃນລະບົບຖ່າຍເທ...................................................................................................4 4.3. ການຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນລະບົບລະລາຍ.........................................................................................4 4.4. ໜອງໃນແທ້...........................................................................................................................4 5. ວິທີການເກັບ ແລະ ການຂົນສົ່ງຕົວຢ່າງ ...............................................................................................4 5.1. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກຕົວຢ່າງເລືອດ..............................................................................4 5.2. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກ ປັດສະວະ..................................................................................5 5.3. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກຕົວຢ່າງລະບົບສືບພັນ ...................................................................7 5.4. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກອາຈົມ........................................................................................7 6. ການນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ ແລະ ເຊື້ອທີ່ແຍກແລ້ວ...........................................................................................8 7. ການປູກຕົວຢ່າງ ແລະ ການແຍກເຊື້ອ .................................................................................................9 8. ການໄຈ້ແຍກເຊື້ອຈຸລິນຊີ .............................................................................................................. 10 9. ການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ ............................................................................................................. 12 10.ເອກະສານຕິດຄັດ....................................................................................................................... 14 ເອກະສານຕິດຄັດ 1. ແບບຟອມການສັ່ງປູກເຊື້ອສໍາລັບສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງ ............................................14 ເອກະສານຕິດຄັດ 2. ແບບຟອມການນໍາສົ່ງເຊື້ອຫາສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ................................15 ເອກະສານຕິດຄັດ 3. ຂັ້ນຕອນວິທີການແຍກເຊື້ອ Gram-positive cocci.................................................................16 ເອກະສານຕິດຄັດ 4. ຂັ້ນຕອນວິທີການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ Gram-negative bacilli .......................................................17 ເອກະສານຕິດຄັດ 5. ການກໍານົດຄ່າເພີ່ມເຕີມ ຂອງການທົດລອງຢາ ຕ້ານເຊື້ອ .......................................................18
1 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ 1. ບົດນໍາ “ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ ໃນ ສປປ ລາວ” ແມ່ນລວມຢູ່ໃນ “ຍຸດທະສາດລະບົບການເຝົ້າ ລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ ໃນ ສປປ ລາວ” ໃນນັ້ນປະກອບມີຂັ້ນຕອນດ້ານວິຊາການເພື່ອນໍາໃຊ້ໃນສະຖານທີ່ເຝົ້າ ລະວັງ. ຄູ່ມືສະບັບນີ້ແມ່ນອະທິບາຍເຖີງນິຍາມກໍລະນີທີ່ສາມາດເຂົ້າຮ່ວມໃນລະບົບການເຝົ້າລະວັງ, ຈັດລະ ດັບຄວາມ ສໍາຄັນຂອງເຊື້ອ ແລະ ຢາຕ້ານເຊື້ອສໍາລັບການເຝົ້າລະວັງ, ການເກັບຮັກສາ ແລະ ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ, ແນະນໍາເຕັກນິກການ ປູກເຊື້ອ, ການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ, ການຈໍາແນກເຊື້ອ ແລະ ທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ. 2. ແບບຟອມສັ່ງປູກເຊື້ອຂອງຄົນເຈັບທີ່ນໍາໃຊ້ຢູ່ສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງ ກໍລະນີຄົນເຈັບທີ່ເຂົ້າໃນການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ ແມ່ນຈະໄດ້ມາຈາກຄົນເຈັບທີ່ເຂົ້າມາກວດປະຈຳ ວັນ ໂດຍອີງໃສ່ນິຍາມກໍລະນີທາງດ້ານຄລີນິກໃນເອກະສານສະບັບນີ້. ການເກັບຂໍ້ມູນຈາກສະຖານທີ່ການເຝົ້າລະວັງ ແມ່ນຈະໄດ້ນຳໃຊ້ແບບຟອມມາດຕະຖານ ສຳຫຼັບການປູກເຊື້ອ (ເອກະສານຕິດຄັດ 1) ແລະ WHONET software. 3. ການຈັດບູລິມະສິດຂອງຕົວຢ່າງ, ເຊື້ອພະຍາດ ແລະ ຢາຕ້ານເຊື້ອສໍາ ລັບການເຝົ້າລະວັງ ເນື່ອງຈາກມີຄວາມແຕກຕ່າງໃນການລາຍງານຂໍ້ມູນທາງດ້ານອາການຄີລນິກ ແລະ ການວິເຄາະຂອງ AMR, ລະບົບການເຝົ້າລະວັງຈຶ່ງຈະໄດ້ປະຕິບັດໃນຫຼາຍລະດັບ: z ລະດັບທີ່ 1 (ພື້ນຖານ) ເນື່ອງຈາກມີຂໍ້ຈໍາກັດໃນຫ້ອງວິເຄາະ ແລະ ຄວາມສາມາດຂອງບຸກຄະລາກອນ, ໃນຂັ້ນຕອນທໍາອິດ, ຈະໄດ້ມີ ການເກັບເລືອດ ແລະ ນໍ້າປັດສະວະຢູ່ສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງ ແລະ ສົ່ງໄປນະຄອນຫຼວງວຽງຈັນເພື່ອກວດວິເຄາະ ແລະ ທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR), ຈົນກ່ວາສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງຈະມີຄວາມສາມາດພຽງພໍໃນການວິເຄາະ ດ້ວຍຕົນເອງຢູ່ໃນພື້ນທີ່. ໃນຂັ້ນຕອນຕໍ່ໄປ, ແຕ່ລະໂຮງໝໍຈະໄດ້ເຮັດການວິເຄາະຕົວຢ່າງທັງໝົດ ແລະ ເຊື້ອ ພະຍາດທີ່ໄດ້ຈັດບູລິມະສິດ (ຕາຕະລາງ 1). z ລະດັບທີ່ 2 (ປານກາງ, ໄລຍະທີ່ 1) ໃນໄລຍະທໍາອິດ ແຕ່ລະໂຮງໝໍຈະໄດ້ເຮັດການກວດວິເຄາະຕົວຢ່າງປັດສະວະ ແລະ ອາຈົມທີ່ໄດ້ຈາກພະແນ ກທີ່ຖືກຄັດເລືອກໃນການເຝົ້າລະວັງ, ແລະ ໄລຍະຕໍ່ມາຈະໄດ້ເກັບຕົວຢ່າງເລືອດ, ຕົວຢ່າງໜອງອະໄວຍະວະ ເພດຊາຍ ແລະ ຕົວຢ່າງລົງຂາວ z ລະດັບທີ່ 3 (ປານກາງ, ໄລຍະທີ່ 2) ໂຮງໝໍແຕ່ລະແຫ່ງຈະໄດ້ຮ່ວມປະຕິບັດໃນໄລຍະຕໍ່ໄປ, ແລະ ຈະໄດ້ເຮັດການວິເຄາະຕົວຢ່າງທັງໝົດທີ່ໄດ້ຈັດ ບູລິມະສິດໄວ້ແລ້ວ (ຕາຕະລາງ 1). ລາຍການລຸ່ມນີ້ແມ່ນລາຍລະອຽດຂອງຢາຕ້ານເຊື້ອທີ່ເປັນບູລິມະສິດ ທີ່ບັນດາເຊື້ອຈຸລິນຊີ ແລະ ຕົວຢ່າງຕ່າງໆ ຈະຕ້ອງໄດ້ລາຍງານໃຫ້ລະບົບການເຝົ້າລະວັງແຫ່ງຊາດ. ເຖິງຢ່າງໃດກໍ່ຕາມ, ຕົວຢ່າງ, ເຊື້ອ ຫຼື ຢາຕ້ານເຊື້ອອື່ນໆ ທີ່ ໄດ້ຮັບການກວດເປັນປົກກະຕິສໍາລັບການບົ່ງມະຕິໃນຈຸດເຝົ້າລະວັງ ແມ່ນສາມາດລົງທະບຽນເປັນຂໍ້ມູນຂອງໂຮງໝໍໃນ ຖານຂໍ້ມູນ WHONET ໄດ້.
2 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ບູລິມະສິດຕົວຢ່າງ ນິຍາມຕົວຢ່າງໃນຫ້ອງວິເຄາະ ບູລິມະສິດ ຊະນິດເຊື້ອ ຢາຕ້ານເຊື້ອ ເລືອດ ການແຍກເຊື້ອຈາກເລືອດ Acinetobacter baumannii Doxycycline, Gentamicin, Imipenem, Meropenem Burkholderia pseudomallei Amoxicillin/clavulanic acid, Ceftazidime, Cotrimoxazole, Doxycycline, Imipenem, Meropenem Escherichia coli Ampicillin, Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Cotrimoxazole, Imipenem, Meropenem Klebsiella pneumoniae Co-trimoxazole, Ciprofloxacin, Ceftriaxone, Ceftazidime, Cefepime, Imipenem, Meropenem Staphylococcus aureus Cefoxitin* Streptococcus pneumoniae Oxacillin, Penicillin G, Cotrimoxazole Salmonella spp. Azithromycin, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Meropenem ປັດສະວະ ການເກີດເຊື້ອຈາກຕົວຢ່າງ ປັດສະວະ (ປູກເຊື້ອສົດ) Escherichia coli Ampicillin, Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Cotrimoxazole, Imipenem, Meropenem Klebsiella pneumoniae Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Co-trimoxazole, Imipenem, Meropenem ອາຈົມ ແຍກເຊື້ອ Salmonella spp. ແລະ Shigella spp. ຈາກອາຈົມ Salmonella spp. Azithromycin, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Meropenem Shigella spp. Ceftazidime Ceftriaxone, Ciprofloxacin ໜອງອະໄວຍະເພດ ຊາຍ ແລະ ຕົວຢ່າງ ລົງຂາວ ການແຍກເຊື້ອ N. gonorrhoeae Neisseria gonorrhoeae Cefixime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Spectinomycin ຕາຕະລາງ 1. ລາຍການບູລິມະສິດຂອງຕົວຢ່າງ, ຊະນິດເຊື້ອ ແລະ ຢາຕ້ານເຊື້່ອ
3 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ກຸ່ມຢາຕ້ານເຊື້ອທີ່ເປັນບູລິມະສິດໃນການເຝົ້າລະວັງການຕ້ານຕໍ່ຢາໃນເຊື້ອພະຍາດເຫຼົ່ານີ້, ເຖີງແມ່ນວ່າບໍແມ່ນທາງເລືອກທໍາອິດໃນການປິ່ນປົວ. * Cefoxitin ແມ່ນເປັນຕົວແທນຂອງການທົດລອງຄວາມຮູ້ສຶກດີຕໍ່ຢາ oxacillin ໃນເຊື້ອ S. aureus, ການລາຍງານການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອຫາແພດປິ່ນປົວ ຄວນລະບຸວ່າມີການຮູ້ສຶກດີ ຫຼື ມີການຕ້ານຕໍ່ຢາ oxacillin. ຢາ oxacillin ແມ່ນເປັນຕົວແທນຂອງການທົດລອງການຫຼຸດລົງຂອງຄວາມຮູ້ສຶກດີຕໍ່ຢາ ຫຼື ການຕ້ານຕໍ່ຢາ penicillin ໃນເຊື້ອ S. pneumoniae, ການລາຍງານການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອຫາແພດປິ່ນປົວ ຄວນລະບຸວ່າມີການຫຼຸດລົງຂອງຄວາມຮູ້ສຶກດີຕໍ່ຢາ ຫຼື ການຕ້ານຕໍ່ຢາ penicillin. ໝາຍເຫດ: 1. ເຊື້ອ ESBL-producing E.coli ຫຼື ESBL-producing K. pneumoniae. 2. ເຊື້ອ E.coli, K. pneumoniae, Salmonella spp. or Shigella spp ມີການຕ້ານ (R) ຫຼື ເປັນກາງ (I) ຕໍ່ຢາ imipenem ແລະ/ຫຼື meropenem 3. ຢາ Penicillin ຕ້ານຕໍ່ເຊື້ອ Streptococcus pneumoniae ຄວນຈະເກັບ ແລະ ສົ່ງເຊື້ອທີ່ແຍກແລ້ວ ໃຫ້ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ (ສວລ) ເພື່ອຢັ້ງຢືນການຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ ແລະ ເຮັດການສຶກສາເພີ່ມເຕີມເຊັ່ນ: ການຊອກຫາຄວາມເຂັ້ມຂຸ້ນຂອງການຢັບຢັ້ງຕໍ່າສຸດ (minimum inhibitory concentration (MIC)) ແລະ ການທົດສອບທາງໂມເລກູນ ເພື່ອຊອກຫາ ກວດຫາຍີນ (ສາຍພັນ) ທີ່ຕ້ານຕໍ່ຢາ. 4. ນິຍາມທາງດ້ານອາການຄີລນິກ 4.1. ການຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນເລືອດ ການຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນເລືອດແຕ່ບໍ່ມີອາການສະແດງ (Bacteremia), ຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນເລືອດທີ່ມີອາການສະ ແດງ (Sepsis) ແລະ ຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນເລືອດຈົນມີອາການຊ໊ອກ, ຄົນເຈັບທີ່ມີຢ່າງນ້ອຍ 1 ອາການລຸ່ມນີ້ຄວນເກັບ ຕົວຢ່າງເລືອດ ກ່ອນການໄດ້ຮັບຢາຕ້ານເຊື້ອຄັ້ງທຳອິດຖ້າເປັນໄປໄດ້: ຄົນເຈັບ ≥ 1 ປີ: z ໄຂ້ (> 37.5°C, ຢູ່ຂີ້ແຮ້) z ອຸນຫະພູມຕ່ຳ (< 36°C) z ໜາວສັ່ນ z ກ່ຳແຫຼ້ z ຜິວໜັງມາຍຊ້າ z ຜິວໜັງເຢັນ z ປາຍຕີນປາຍມືເຢັນ z simplified SOFA2 score ≥ 2 (ຢ່າງນ້ອຍ 2 ໃນ 3 ອາການລຸ່ມນີ້) - ຄວາມຮູ້ສຶກຕົວຂອງຄົນເຈັບ (ຄະແນນ Glasgow < 13) - ຄວາມດັນ systolic < 100 mm Hg - ອັດຕາການຫາຍໃຈ > 22 / min ຄົນເຈັບ < 1 ປີ: z ໄຂ້ (> 37.5°C, ຢູ່ຂີ້ແຮ້) z ອຸນຫະພູມຕ່ຳ (< 36°C) z ໜາວສັ່ນ z ກໍ່າແຫຼ້ z ຜິວໜັງມາຍຊ້າ z ຜິວໜັງເຢັນ z ປາຍຕີນປາຍມືເຢັນ z ຫົວໃຈຕີໄວ z ຫາຍໃຈໄວ z ງ່ວງຊືມ
4 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ອ່ອນເພຍ, z ໃຈຮ້າຍງ່າຍ, ງຸດງິດ z ບໍ່ມີການໂຕ້ຕອບຕໍ່ຜູ້ດູແລເດັກ 4.2. ການຕິດເຊື້ອໃນລະບົບຖ່າຍເທ ຄົນເຈັບທີ່ມີຢ່າງນ້ອຍ 1 ສັນຍານເຕືອນ ຫຼື ອາການລຸ່ມນີ້ ຄວນໄດ້ຮັບການເກັບຕົວຢ່າງປັດສະວະກ່ອນການໄດ້ ຮັບຢາຕ້ານເຊື້ອຄັ້ງທຳອິດຖ້າເປັນໄປໄດ້: z ໄຂ້ (> 37.5°C, ທາງຂີແຮ້) z ອຸນຫະພູມ (< 36°C) z ຍ່ຽວຕະຫຼອດ z ຍ່ຽວຍາກ, ເຈັບແອວ, ພົກຍ່ຽວຕຶງ z ຍ່ຽວຂຸ້ນ z ການກວດຈຸ່ມຍ່ຽວຜິດປົກກະຕິ (nitrites ແລະ/ຫຼື ເມັດເລືອດຂາວ ເພີ່ມຂື້ນ) 4.3. ການຕິດເຊື້ອຈຸລິນຊີໃນລະບົບລະລາຍ ຄົນເຈັບທີ່ມີຢ່າງນ້ອຍ 1 ສັນຍານເຕືອນ ຫຼື ອາການລຸ່ມນີ້ ຄວນໄດ້ຮັບການເກັບຕົວຢ່າງອາຈົມກ່ອນການໄດ້ຮັບ ຢາຕ້ານເຊື້ອຄັ້ງທຳອິດຖ້າເປັນໄປໄດ້: z ໄຂ້ (> 37.5°C, ທາງຂີແຮ້) z ອຸນຫະພູມຕໍ່າ (< 36°C) z ມີອາການຖອກທ້ອງ 3 ເທື່ອໃນ 24 ຊົ່ວໂມງ z ອາການຂາດນ້ຳໃນເດັກນ້ອຍ 4.4. ໜອງໃນແທ້ ຄົນເຈັບທີ່ມີຢ່າງນ້ອຍ 1 ສັນຍານເຕືອນ ຫຼື ອາການລຸ່ມນີ້ ຄວນເກັບຕົວຢ່າງຈາກທໍ່ຍ່ຽວ ຫຼື ປາກໝົດລູກດ້ວຍໄມ້ ຜັນຝ້າຍກ່ອນການໄດ້ຮັບຢາຕ້ານເຊື້ອຄັ້ງທຳອິດຖ້າເປັນໄປໄດ້: z ຍ່ຽວເຈັບຍ່ຽວແສບ z ມີໜອງຍ້ອຍ z ມີອາການເຈັບເວລາມີເພດສຳພັນ z ເຈັບທ້ອງນ້ອຍ 5. ວິທີການເກັບ ແລະ ການຂົນສົ່ງຕົວຢ່າງ 5.1. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກຕົວຢ່າງເລືອດ ເວລາທີເໝາະສົມໃນການເກັບຕົວຢ່າງເລືອດເພື່ອນໍາໄປປູກຄວນແມ່ນກ່ອນທີ່ຈະມີໄຂ້ສູງ, ເຖີງຢ່າງໃດກໍ່ຕາມ, ການເກັບຕົວຢ່າງທີ່ເໝາະສົມນີ້ແມ່ນເລື່ອງທີ່ຍາກ; ດັ່ງນັ້ນ, ຈໍາເປັນທີ່ຈະເກັບຕົວຢ່າງເລືອດເພື່ອປູກເຊື້ອນີ້ໄດ້ຕະ ຫຼອດເວລາ ຖ້າຫາກສົງໄສວ່າມີການຕິດເຊື້ອຮຸນແຮງ (ໄຂ້ສູງ, ຄວາມດັນເລືອດຕໍ່າ, ໜາວສັ່ນ). ອີກວິທີໜື່ງ, ຄືສາມ າດເກັບຕົວຢ່າງໄດ້ຕາມກໍລະນີດັ່ງນີ້: z ມີການຕິດເຊື້ອໃນກະແສເລືອດຢ່າງຕໍ່ເນື່ອງ (ເຊັ່ນ: ອັກເສບເຫຍື່ອຫຸ້ມຫົວໃຈ): ເກັບໄດ້ຕະຫຼອດເວລາ
5 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ມີການຕິດເຊື້ອໃນກະແສເລືອດບໍ່ຕໍ່ເນື່ອງ (ເຊັ່ນ: brucellosis): ຖ້າເປັນໄປໄດ້, ແມ່ນ 01 ຊົ່ວໂມງກ່ອນຈະມີໄຂ້ສູງ. ການເກັບຕົວຢ່າງເລືອດເພື່ອເຮັດການປູກເຊື້ອ z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍຢາຂ້າເຊື້ອ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ໄຂຝາທີ່ອັດແກ້ວທາງນອກອອກ. z ຂ້າເຊື້ອຝາແກ້ວພູມປູກເລືອດດ້ວຍເຫຼົ້າ 70% ຫຼື ສານລະລາຍໄອໂອດິນ. z ຊອກຫາເສັ້ນເລືອດດຳທີ່ຈະແທງເອົາຕົວຢ່າງ. ແທງເສັ້ນເລືອດດຳໃໝ່ສຳລັບການເກັບຕົວຢ່າງໃນແຕ່ລະຄັ້ງ. z ຂ້າເຊື້ອດ້ວຍເຫຼົ້າ 70% ຫຼື 2 % Chlorhexidine gluconate ໃນ ເຫຼົ້າ 70%ໃນເປັນບໍລິເວນເສັ້ນຜ່າສູນກາງ ຂະໜາດ 10 ຊມ ແລະ ປະໄວ້ໃຫ້ແຫ້ງປະມານໜຶ່ງນາທີ. z ແທງເລືອດໂດຍບໍ່ໃຫ້ສໍາພັດກັບບໍລິເວນທີ່ຂ້າເຊື້ອແລ້ວ. ຖ້າຈໍາເປັນໄດ້ຍ້າຍບ່ອນແທງໃໝ່, ຕ້ອງໄດ້ຂ້າເຊື້ອບໍລິເວນນັ້ນອີກຕື່ມ. ສໍາລັບຜູ້ໃຫຍ່, ແມ່ນແນະນໍາໃຫ້ເກັບຕົວຢ່າງເລືອດ 5 ຫາ 10 ມລ, ແລະ ຄວນເກັບເລືອດຈາກ ເສັ້ນເລືອດສອງບ່ອນທີ່ແຕກຕ່າງກັນ. ສໍາລັບເດັກນ້ອຍ, ຄວນເກັບຢ່າງນ້ອຍ 01 ມລ, ໂດຍບໍ່ເກີນ 1% ຂອງ ປະລິມານເລືອດໃນຮ່າງກາຍຄົນເຈັບ. z ສີດຕົວຢ່າງເລືອດເຂົ້າໃນແກ້ວພູມປູກທີ່ອະຊື້ອ ( 5 ມລ ຕໍ່ແກ້ວສໍາລັບຜູ້ໃຫຍ່ ແລະ 2 ມລ ຕໍ່ແກ້ວສໍາລັບເດັກນ້ອຍ). ຄວນຫງ່ຽງແກ້ວພູມປູກໄປມາຊ້າໆປະມານ 2-3 ເທື່ອເພື່ອປະສົມເລືອດໃຫ້ເຂົ້າກັບພູມປູກ. ການສີດ ຕົວຢ່າງເລືອດລົງແກ້ວພູມປູກຕ້ອງເຮັດທັນທີ່ຫຼັງຈາກດູດເລືອດແລ້ວເພື່ອປ້ອງກັນການກ້າມຂອງເລືອດ. z ຖິ້ມເຂັມສັກຢາໃສ່ໃນກ່ອງສະເພາະທີ່ມີຄວາມທົນທານ. ບໍ່ຄວນສຸບເຂັມກັບຄືນອີກ. z ອະນາໄມຝາແກ້ວພູມປູກເລືອດ ແລະ ຕິດປ້າຍຊື່ຕົວຢ່າງ. ນໍາສົ່ງໄປຫ້ອງວິເຄາະທັນທີ່ ດ້ວຍອຸນຫະພູມຫ້ອງ, ບໍ່ ຄວນນໍາເຂົ້າຕູ້ເຢັນ ຫຼື ແຊ່ເຢັນ. 5.2. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກ ປັດສະວະ ປັດສະວະແມ່ນເຮັດໃຫ້ເຊື້ອຈຸລິນຊີຈະເລີນເຕີບໂຕດີທີ່ສຸດ, ດັ່ງນັ້ນ, ຕົວຢ່າງຈື່ງຕ້ອງໄດ້ທໍາການປູກພາຍໃນ 2 ຊົ່ວໂມງຫຼັງຈາກເກັບຕົວຢ່າງ ຫຼື ເກັບໄວ້ໃນອຸນຫະພູມ 4°ອົງສາ ຈົນກ່ວາຈະສໍາເລັດການປູກເຊື້ອ (ພາຍໃນ 24ຊົ່ວໂມງ). ການເກັບນໍ້າປັດສະວະພາກສ່ວນກາງ (ຄໍາແນະນໍາສໍາລັບເພດຊາຍ) z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ດຶງໜັງຫຸ້ມອະໄວຍະວະເພດຖ້າມີ. z ອະນາໄມດ້ວຍຜ້າປຽກທີ່ສະອາດ, ອະນາໄມບໍລິເວນຮູປັດສະວະ ໂດຍເລີ່ມຈາກພາກສ່ວນກາງແລ້ວອອກໄປ ດ້ານນອກ. z ໄຂຝາຂວດເກັບປັດສະວະອອກຢ່າງລະມັດລະວັງ, ໂດຍບໍ່ໃຫ້ສໍາພັດທາງໃນກ່ອງ ຫຼື ທາງຂອບຂອງກ່ອງ ເກັບຕົວຢ່າງ. z ເລີ່ມຕົ້ນແມ່ນປ່ອຍນໍ້າປັດສະວະທໍາອິດອອກປະມານ 20 ຫາ 25 ມລ ກ່ອນ (ກ່ອນເກັບປັດສະວະສ່ວນກາງ). ເອົາກ່ອງ ຕົວຢ່າງໃສ່ນໍ້າປັດສະວະຈົນກ່ວາຈະໄດ້ເຄິ່ງໜື່ງ ຫຼື ສອງສ່ວນສາມຂອງກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ຫຼັງຈາກເກັບຕົວຢ່າງນໍ້າປັດສະວະແລ້ວ, ປິດຝາໃຫ້ແໜ້ນ, ເພື່ອຫຼີກລ້ຽງການສໍາພັດທາງໃນ ຫຼື ຝາກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງປັດສະວະໄປຫ້ອງວິເຄາະທັນທີ. ອາດເກັບຕົວຢ່າງໄວ້ໃນກ່ອງເຢັນ ຫຼື ຕູ້ເຢັນ (ເກັບໄວ້ທີ່ອຸນຫະພູມ 4°ອົງສາ) ສູງສຸດບໍ່ໃຫ້ກາຍ 24 ຊົ່ວໂມງ. ການເກັບນໍ້າປັດສະວະພາກສ່ວນກາງ (ຄໍາແນະນໍາສໍາລັບເພດຍິງ) z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື.
6 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ໃນຂະນະທີ່ນັ່ງຢູ່ຊັກໂຄກ ໃຫ້ເປີດຮີມໃຫ່ຍອະໄວຍະວະເພດຍິງ (ຮີມຊອງຄອດດ້ານນອກ). z ອະນາໄມດ້ວຍຜ້າປຽກທີ່ສະອາດ, ໃຫ້ອານາໄມຮີມນ້ອຍ (ຮີມຊອງຄອດດ້ານໃນ) ເບື້ອງໜື່ງເຊັດເທີງລົງລຸ່ມ ໃນຄັ້ງດຽວ. z ໃຊ້ຜ້າປຽກອີກສ່ວນໜື່ງທີ່ຍັງສະອາດອະນາໄມຮີມນ້ອຍອີກເບື້ອງໜື່ງ. ຫຼັງຈາກນັ້ນ, ອະນາໄມບໍລິເວນຮູປັດສະວະ (ພາກສ່ວນກາງ) ເບື້ອງໜື່ງເຊັດເທີງລົງລຸ່ມໃນຄັ້ງດຽວ. z ໄຂຝາອອກຢ່າງລະມັດລະວັງຈາກກ່ອງໃສ່ຕົວຢ່າງ, ໂດຍບໍ່ໃຫ້ສໍາພັດທາງໃນກ່ອງ ຫຼື ທາງຂອບຂອງກ່ອງ ເກັບຕົວຢ່າງ. z ເລີ່ມຕົ້ນແມ່ນປ່ອຍນໍ້າປັດສະວະທໍາອິດອອກປະມານ 20 ຫາ 25 ມລ ກ່ອນໃນຫ້ອງນໍ້າ. ເອົາກ່ອງຕົວຢ່າງໃສ່ນໍ້າ ປັດສະວະຈົນກ່ວາຈະໄດ້ເຄິ່ງໜື່ງ ຫຼື ສອງສ່ວນສາມຂອງກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ຫຼັງຈາກເກັບຕົວຢ່າງນໍ້າປັດສະວະແລ້ວ, ປິດຝາໃຫ້ແໜ້ນ, ເພື່ອຫຼີກລ້ຽງການສໍາພັດທາງໃນ ຫຼື ຝາກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງປັດສະວະໄປຫ້ອງວິເຄາະທັນທີ. ອາດເກັບຕົວຢ່າງໄວ້ໃນກ່ອງເຢັນ ຫຼື ຕູ້ເຢັນ (ເກັບໄວ້ທີ່ອຸນຫະພູມ 4°ອົງສາ) ສູງສຸດບໍ່ໃຫ້ກາຍ 24 ຊົ່ວໂມງ. ການເກັບຕົວຢ່າງປັດສະວະຈາກທໍ່ສົ່ງຍ່ຽວ z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ໃຫ້ບີບ ຫຼື ພັບສາຍທໍ່ແຍ່ຍ່ຽວໃຫ້ຫ່າງຈາກປາຍທໍ່. ຖ້າມີປະລິມານນໍ້າປັດສະວະບໍ່ພຽງພໍໃນທໍ່, ແມ່ນໃຫ້ບີບທໍ່ສົ່ງຍຽ່ວຄ້າງໄວ້ 30 ນາທີ ເພື່ອຈະໄດ້ເກັບຕົວຢ່າງໄດ້ພຽງພໍ, ຍົກເວັ້ນຖ້າມີຂໍ້ຫ້າມ. z ໄຂຝາອອກຈາກກ່ອງຕົວຢ່າງ, ເກັບໄວ້ໃນກ່ອງ ແລະ ປິດຝາເພື່ອປ້ອງກັນການປົນເປື້ອນ. z ອະນາໄມທໍ່ດ້ວຍເຫຼົ້າ ຫຼື ນໍ້າຢາຂ້າເຊື້ອອື່ນໆ ແລະ ປ່ອຍໄວ້ໃຫ້ແຫ້ງ. z ໃຊ້ເຂັມສັກຢາ ຫຼື ຫົວຊີແລັງດູດເອົາຕົວຢ່າງນໍ້າປັດສະວະຈາກທໍ່ສົ່ງຍ່ຽວ. z ຄ່ອຍໆດູດຕົວຢ່າງນໍ້າປັດສະວະໃຫ້ພຽງພໍ (ໂດຍປົກກະຕິປະມານ 10ມລ ແມ່ນພຽງພໍ). z ຫຼັງຈາກນັ້ນໃຫ້ຖອດຊີແລງອອກແລ້ວ ໃຫ້ສຸບເຂັມເຂົ້າສົບເຂັມຄືນ. z ໃຫ້ປ່ອຍສາຍແຍ່ຍຽ່ວທີ່ບີບຄ້າງໄວ້. z ຖອດເຂັມອອກຈາກຊີແລັງກ່ອນທີ່ຈະໃສ່ນໍ້າປັດສະວະໃນກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ, ຄ່ອຍໆສີດໃສ່ນໍ້າປັດສະວະລົງໃນ ກ່ອງເພື່ອຫຼີກລ້ຽງການສໍາພັດເຂັມສັກຢາກັບດ້ານນອກ. z ໃຫ້ຕິດປ້າຍຊື່ຄົນເຈັບໃສ່ກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ, ວັນທີ່ເກັບ ແລະ ຊະນິດຂອງຕົວຢ່າງ. z ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງປັດສະວະໄປຫ້ອງວິເຄາະທັນທີ. ອາດເກັບຕົວຢ່າງໄວ້ໃນກ່ອງເຢັນ ຫຼື ຕູ້ເຢັນ (ເກັບໄວ້ທີ່ອຸນຫະພູມ 4°ອົງສາ) ບໍ່ໃຫ້ກາຍ 24 ຊົ່ວໂມງ. ການແທງເອົານໍ້າປັດສະວະຜ່ານເທີງຂະໂມມ ຫຼື ໃນພົກຍ່ຽວ ການແທງເອົານໍ້າປັດສະວະຜ່ານເທີງຂະໂມມຄວນປະຕິບັດໂດຍທ່ານໝໍທີ່ໄດ້ຮັບການຝຶກອົບຮົມກ່ຽວກກັບຄວາມ ຮູ້ດ້ານເຕັກນິກ ແລະ ຂໍ້ຄວນລະວັງໃນການປະຕິບັດ, ດ້ວຍການອະເຊື້ອແບບເຂັ້ມງວດ, ພາວະການເສຍເລືອດ ແລະ ການຈັດການກັບບັນຫາຕ່າງໆ. ຂໍ້ແນະນໍາໃນການປູກນໍ້າປັດສະວະທີ່ມາຈາກການເຈາະພົກຍ່ຽວປະກອບມີ: ອາການ ທາງຄລີນິກຂອງການຕິດເຊື້ອລະບົບຖ່າຍເທທີ່ມີເຊື້ອຈຸລິນຊີຕໍ່າ ຫຼື ເທົ່າກັບສູນ, ໃນເດັກນ້ອຍເກີດໃໝ່ ຫຼື ເດັກແດງ ຫຼື ໃນກໍລະນີທີ່ບໍ່ສາມາດສວນສາຍທໍ່ສົ່ງຍ່ຽວໄດ້. z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ເພື່ອປະຕິບັດຕາມຂັ້ນຕອນ, ຄົນເຈັບຄວນອົດຍ່ຽວເພື່ອເຮັດໃຫ້ພົກຍ່ຽວຕືງ. z ຄວນແທງບໍລິເວນຜິວໜັງທີ່ດີ (ທີ່ບໍ່ມີບາດແຜຕຽງ ຫຼື ການອັກເສບຜິວໜັງ). z ຈໍາເປັນຕ້ອງສັກຢາມຶນ.
7 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ໃຊ້ເຫຼົ້າ 70% ໃນການຂ້າເຊື້ອບໍລິເວນທີ່ຈະແທງ, ຫຼັງຈາກນັ້ນ ໃຊ້ໄອໂອດີນທາໃສ່ບ່ອນທີ່ຈະແທງ. z ຄົນເຈັບຄວນນອນຫງາຍ; ແທງບໍລິເວນລະຫວ່າງກາງເທີງຂະໂມມເລີກປະມານ 1.5 ຊມ ແລະ ດູດເອົານໍ້າຍ່ຽວ ໃນພົກຍ່ຽວປະມາ 2-5 ມລ. z ຖອດເຂັມອອກຈາກຊີແລັງແລ້ວສິດນໍ້າປັດສະວະໃສ່ໃນກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງໂດຍທີ່ບໍ່ໃຫ້ຫົວຊີແລັງຖືກກັບດ້ານໃນ ຫຼື ດ້ານນອກຂອງກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ໃຫ້ຕິດປ້າຍຊື່ຄົນເຈັບໃສ່ກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ, ວັນທີ່ເກັບຕົວຢ່າງ ແລະ ຊະນິດຂອງຕົວຢ່າງ. z ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງປັດສະວະໄປຫ້ອງວິເຄາະທັນທີ. ອາດເກັບຕົວຢ່າງໄວ້ໃນກ່ອງເຢັນ ຫຼື ຕູ້ເຢັນ (ເກັບໄວ້ທີ່ອຸນຫະພູມ 4°ອົງສາ) ບໍ່ໃຫ້ກາຍ 24 ຊົ່ວໂມງ. 5.3. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກຕົວຢ່າງລະບົບສືບພັນ ການເກັບຕົວຢ່າງລົງຂາວດ້ວຍໄມ້ຜັນຝ້າຍ ຕົວຢ່າງມາຈາກເພດຍິງ. z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ສົບເປັດຄວນຫຼໍ່ລືນດ້ວຍນໍ້າສະອາດຢ່າງດຽວ. z ຕົວຢ່າງລົງຂາວຄວນເກັບດ້ວຍໄມ້ຜັນຝ້າຍທີ່ອະເຊື້ອ. z ຕ້ວຍຕົວຢ່າງລົງຂາວບໍລິເວນປາກມົດລູກດ້ານໃນໂດຍໝູນຫຼາຍໆຮອບໃຊ້ເວລາປະມານ 20 ຫາ 30 ວິນາທີ ແລະ ຖອດອອກໂດຍທີ່ບໍ່ໃຫ້ໄມ້ຜັນຝ້າຍສຳພັດກັບຜະໜັງຊ່ອງຄອດ. z ຕ້ວຍຕົວຢ່າງລົງຂາວໃສ່ພູມປູກ Charcoal Amies, ໃຫ້ຕິດລະຫັດຂອງຄົນເຈັບ ແລະ ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງໄປຫ້ອງ ວິເຄາະທັນທີ່. ການເກັບຕົວຢ່າງໃນຮູຍ່ຽວ ຕົວຢ່າງນີ້ແມ່ນເກັບກັບເພດຊາຍ, ຫຼືໃນເພດຍິງທີ່ບໍ່ມີປາກມົດລູກ (ຕົວຢ່າງ: ຄົນເຈັບຫຼັງຍົກມົດລູກ). z ລ້າງມືໃຫ້ສະອາດດ້ວຍສະບູ່ ແລະ ນໍ້າສະອາດ, ເຊັດໃຫ້ແຫ້ງ ແລະ ໃສ່ຖົງມື. z ຈະເກັບຕົວຢ່າງຫຼັງຈາກຄົນເຈັບຍ່ຽວແລ້ວໄດ້ 2 ຊົ່ວໂມງ. z ຄ່ອຍໆແຍ່ໄມ້ຜັນຝ້າຍເຂົ້າໄປໃນຮູຍ່ຽວ (ເພດຍິງ 1 ຫາ 2 ຊມ, ເພດຊາຍ 2 ຫາ 4 ຊມ). ປິ່ນໄມ້ຜັນຝ້າຍໃຫ້ໄປ ທິດທາງດຽວກັນຢ່າງນ້ອຍໜື່ງຮອບປະມານ 10 ວິນາທີ, ແລ້ວຖອດອອກ. z ຕ້ວຍຕົວຢ່າງລົງຂາວໃສ່ພູມປູກ Charcoal Amies, ໃຫ້ຕິດລະຫັດຂອງຄົນເຈັບ ແລະ ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງໄປຫ້ອງ ວິເຄາະທັນທີ່. 5.4. ການເກັບຕົວຢ່າງສໍາລັບການປູກອາຈົມ z ເອົາງ້ຽງສໍາລັບຖ່າຍໜັກ-ຖ່າຍເບົາໃຫ້ຄົນເຈັບຖືໄປຫ້ອງນໍ້າ z ໃຊ້ໄມ້ຜັນຝ້າຍຈຸ່ມເອົາອາຈົມໃນງ້ຽງ ບໍລິເວນທີ່ມີເລືອດ, ບ່ອນທີ່ແຫຼວ ຫຼື ເປັນນໍ້າ ແລະ ໝັ້ນໃຈວ່າໄມ້ຜັນຝ້າຍຕ້ອງມີ ອາຈົມຕິດຢູ່. z ນໍາໄມ້ຜັນຝ້າຍລົງໃນຫຼອດພູມປູກ Cary Blair ແລະ ອັດຝາຫຼອດໃຫ້ແໜ້ນ. z ໃນກໍລະນີທີ່ບໍ່ມີຫຼອດພູມປູກ Cary Blair, ໃຊ້ບ່ວງທີ່ໃຫ້ມາພ້ອມກັບກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງອາຈົມປະມານ 5-10 ກລາມ/ມລໂດຍສະເພາະບໍລິເວນທີ່ມີເລືອດ, ບ່ອນທີ່ແຫຼວ ຫຼື ເປັນນໍ້າ ໃສ່ໃນກ່ອງເກັບຕົວຢ່າງ. z ຂຽນຊື່ຄົນເຈັບ, ວັນທີເກັບຕົວຢ່າງ ໃສ່ໃນຫຼອດຫຼືກ່ອງ ແລ້ວນໍາສົ່ງກ່ອງອາຈົມ ຫຼື ຫຼອດພູມປູກ Cary Blair ໄປຫ້ອງວິເຄາະພາຍໃນ 30 ນາທີ. ໝາຍເຫດ: ຖ້າບໍ່ສາມາດເກັບຕົວຢ່າງອາຈົມໄດ້, ອາດສາມາດຕ້ອຍຕົວຢ່າງອາຈົມຈາກຮູທະວານໃສ່ໃນຫຼອດ ພູມປູກ Cary Blair ແທນໄດ້.
8 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ 6. ການນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ ແລະ ເຊື້ອທີ່ແຍກແລ້ວ ໃນບາງກໍລະນີ, ຈຸດເຝົ້າລະວັງອາດຈະຕ້ອງສົ່ງຕົວຢ່າງໄປນະຄອນຫຼວງວຽງຈັນ ເພື່ອເຮັດການກວດວິເຄາະ, ລວມ ທັງການຄວບຄຸມຄຸນນະພາບ; ຈຸດເຝົ້າລະວັງຈະຕ້ອງສົ່ງເຊື້ອທີ່ຖືກສຸ່ມຈໍານວນ 10% ຂອງເຊື້ອທັງໝົດໃຫ້ ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ ໂດຍໃສ່ໃນຫຼອດທີ່ບັນຈຸ Nutrient agar ເພື່ອການກວດຢັ້ງຢືນ. ໃນທາງດຽວກັນ, ຈະຕ້ອງໄດ້ມີ ການປປະຕິບັດມາດຕະການປ້ອງກັນ ເພື່ອຫຼີກເວັ້ນການສໍາພັດແບບບໍ່ໄດ້ຕັ້ງໃຈ ໃນໄລຍະການນໍາສົ່ງ: ມີມາດຕະການ ປ້ອງກັນຫຼາຍຮູບແບບ ໂດຍຂຶ້ນກັບຮູບແບບການນໍາສົ່ງເຊື້ອຕົວຢ່າງ (ການນໍາສົ່ງທາງເຮືອບິນ ຫຼື ທາງລົດ) ໃນກໍລະນີນໍາສົ່ງເຊື້ອຕົວຢ່າງທາງເຮືອບິນ (ທາງອາກາດ), ຈະຕ້ອງມີການຫຸ້ມຫໍ່ແບບສາມຊັ້ນດັ່ງຕໍ່ໄປນີ້: 1. ກ່ອງເຊື້ອຕົວຢ່າງຊັ້ນທໍາອິດ: ຕິດຊື່, ກັນນໍ້າເບື້ອງຕົ້ນ, ກັນການຮົ່ວໄຫຼຂອງຕົວຢ່າງ. ກ່ອງໃສ່ເຊື້ອຕົວຢ່າງ ຕ້ອງຫຸ້ມຫໍ່ຢ່າງແໜ້ນໜາ ໂດຍອຸປະກອນທີ່ຊຶມຊັບຂອງແຫຼວ ໃນກໍລະນີທີ່ມີການແຕກຂອງກ່ອງໃສ່ເຊື້ອຕົວຢ່າງ. 2. ກ່ອງເຊື້ອຕົວຢ່າງຊັ້ນທີ່ສອງ: ຫຸ້ມຫໍ່ຊັ້ນທີ່ສອງທີ່ກັນນໍ້າ, ກັນການຮົ່ວໄຫຼຂອງຕົວຢ່າງ ແລະ ປ້ອງກັນກ່ອງເຊື້ອ ຕົວຢ່າງຊັ້ນທໍາອິດ. ອາດຈະຫຸ້ມຫໍ່ຊັ້ນທີ່ສອງອີກຄັ້ງໜຶ່ງຖ້າມີການຫຸ້ມຫໍ່ຫຼາຍຮອບໃນຊັ້ນທໍາອິດແລ້ວ.ຕ້ອງໃສ່ ອຸປະກອນດູດຊັບຂອງແຫຼວເພີ່ມເຕີມ ເພື່ອຮອງຮັບການກະທົບຫຼາຍຄັ້ງ. 3. ການຫຸ້ມຫໍ່ຊັ້ນດ້ານນອກເພື່ອນໍາສົ່ງ. ຫຸ້ມຫໍ່ກ່ອງເຊື້ອຕົວຢ່າງຊັ້ນທີ່ສອງດ້ານນອກເພື່ອເປັນການປ້ອງກັນ ແລະ ປົກປ້ອງຈາກຜົນກະທົບພາຍນອກເຊັ່ນ: ການເປ່ເພ (ເສຍຫາຍ) ດ້ານນອກ ແລະ ຖືກນໍາໃນລະຫວ່າງນໍາສົ່ງ. ຄວນຕິດຄັດແບບຟອມເກັບຕົວຢ່າງ, ໜັງສືຕ່າງໆ ຫຼື ຂໍ້ມູນຕ່າງໆ ທີ່ລະບຸ ຫຼື ອະທິບາຍກ່ຽວກັບຕົວຢ່າງທີ່ສົ່ງ ແລະ ຂໍ້ມູນຜູ້ຈັດສົ່ງ ແລະ ຜູ້ຮັບ ໄວ້ດ້ານນອກຂອງກ່ອງຕົວຢ່າງຊັ້ນທີ່ສອງ. ປະລິມານຂອງເຊື້ອທີ່ບັນຈຸໃນກ່ອງນໍາສົ່ງ ສູງສຸດບໍ່ໃຫ້ເກີນ 50 ml ຫຼື 50 ກຼາມ ຖ້ານໍາສົ່ງໂດຍເຮືອບິນທີ່ມີຜູ້ໂດຍ ສານ; ຖ້ານໍາສົ່ງໂດຍເຮືອບິນຂົນສົ່ງສິ້ນຄ້າ ແມ່ນບໍ່ໃຫ້ເກີນ 4 ml ຫຼື 4 ກິໂລ. ກ່ອງນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງຕ້ອງປິ່ນເອົາດ້ານໜ້າ ຂຶ້ນ ແລະ ຕິດເຄື່ອງໝາຍ (ເປັນລູກສອນ) ຊີ້ຕັ້ງຂຶ້ນດ້ານເທິງ ທັງສອງດ້ານຂອງກ່ອງ. ຕົວຢ່າງຈະຕ້ອງຢູ່ໃນຄວາມເຢັນ, ອາດຈະໃຊ້ນໍາກ້ອນແຫ້ງ ຫຼື ປຽກກໍ່ໄດ້; ຕ້ອງໄດ້ເອົາໃສ່ໃນກ່ອງຕົວຢ່າງຊັ້ນທີ່ສອງ. ຖ້າໃຊ້ນໍ້າກ້ອນປຽກ, ກ່ອງບັນຈຸ ແລະ ການຫຸ້ມຫໍ່ຊັ້ນນອກຕ້ອງສາມາດກັນນໍ້າໄດ້. ກ່ອງຕົວຢ່າງຊັ້ນທີ່ສອງຕ້ອງຢູ່ໃນສະພາບທີ່ປອດໄພ ເພື່ອປ້ອງກັນການ ເສຍຫາຍຈາກການລະລາຍຈາກຄວາມເຢັນ. ບໍ່ຄວນໃສ່ນໍ້າກ້ອນແຫ້ງໃນກ່ອງຕົວຢ່າງຊັ້ນທໍາອິດ ຫຼື ຊັ້ນທີ່ສອງ ເພາະ ອາດຈະມີຄວາມສ່ຽງໃນການເກີດລະເບີດ. ສໍາລັບການນໍາສົ່ງທາງລົດ, ຫຼັກການ ການນໍາສົ່ງທີ່ປອດໄພ ແມ່ນຄືກັນກັບການນໍາສົ່ງທາງເຮືອບິນ ຫຼື ທາງສາກົນອຸປະກອນ/ເຄື່ອງມື ແມ່ນຈະເປັນໄປຕາມເງື່ອນໄຂປົກກະຕິຂອງການນໍາສົ່ງ. ຈະຕ້ອງປະຕິບັດຕາມຄໍາແນະນໍາດັ່ງຕໍ່ໄປນີ້: 1. ກ່ອງບັນຈຸເຊື້ອຕົວຢ່າງຕ້ອງກັນນໍ້າ ແລະ ກັນການຮົ່ວໄຫຼ; 2. ຖ້າກ່ອງບັນຈຸເຊື້ອຕົວຢ່າງເປັນແບບຫຼອດ, ຈະຕ້ອງອັດໃຫ້ແໜ້ນ ແລະ ເອົາໃສ່ໃນຊັ້ນວາງ ເພື່ອຮັກສາຫຼອດຕົວ ຢ່າງໃຫ້ຢູ່ໃນຕໍາແໜ່ງປິ່ນຂຶ້ນດ້ານເທິງ; 3. ກ່ອງບັນຈຸ ແລະ ຊັ້ນວາງຕົວຢ່າງ ຄວນຢູ່ໃນຖານທີ່ແຂງແຮງ, ກ່ອງນໍາສົ່ງເຊື້ອຕົວຢ່າງ ທີ່ເປັນພລາສະຕິກທີ່ກັນຊອດ (ກັນການຮົ່ວໄຫຼ) ຫຼື ເປັນເຫຼັກ ແມ່ນຈະຕ້ອງປອດໄພ ແລະ ອັດໃຫ້ແໜ້ນ; 4. ກ່ອງນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງຕ້ອງຢູ່ໃນບ່ອນທີ່ປອດໄພ ໃນລົດນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ; 5. ທຸກກ່ອງນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງຕ້ອງຕິດຂໍ້ມູນຢ່າງເໝາະສົມ; 6. ຕ້ອງແນບແບບຟອມເກັບຕົວຢ່າງ ແລະ ຂໍ້ມູນອື່ນໆ ໃນທຸກກ່ອງນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ; 7.ຕ້ອງມີຊຸດອຸປະກອນກັນການຮົ່ວໄຫຼໃນລົດທີ່ນໍາສົ່ງຕົວຢ່າງ, ຊຸດອຸປະກອນກັນການຮົ່ວໄຫຼ ແມ່ນມີ ອຸປະກອນທີ່ຊຶບຊັບຂອງແຫຼວ, ຢາຂ້າເຊື້ອຄຼໍລີນ, ກ່ອງໃສ່ຂີ້ເຫຍື້ອທີ່ກັນຊອດ ແລະ ຖົງມືແບບໜາ.
9 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ 7. ການປູກຕົວຢ່າງ ແລະ ການແຍກເຊື້ອ ການປ້ອງກັນຕົວເອງຂັ້ນຕົ້ນສຳລັບການປະຕິບັດດ້ານຄລີນິກກັບຕົວຢ່າງ ແລະ ການແຍກຕົວຢ່າງຄວນນໍາໃຊ້ ອຸປະກອນດັ່ງນີ້: z ເສື້ອກາວ (ເສື້ອບຼູ) z ຜ້າອັດປາກ-ດັງ z ຖົງມື z ແວ່ນຕາ ອຸປະກອນທີ່ຈໍາເປັນຕ້ອງນໍາໃຊ້ໃນຫ້ອງວິເຄາະປະກອບມີຕູ້ປອດເຊື້ອເຊີ່ງອອກແບບມາເພື່ອປ້ອງກັນພະນັກງານ ຫ້ອງວິເຄາະ, ສະພາບແວດລ້ອມ ແລະ ອຸປະກອນໃນຫ້ອງວິເຄາະ ຈາກການສໍາພັດກັບອາກາດທີ່ຕິດເຊື້ອທີ່ອາດເກີດ ຂື້ນໃນເວລາທີ່ນໍາໃຊ້ອຸປະກອນທີ່ຕິດເຊື້ອ. ຕາຕະລາງ 2. ວິທີການແຍກເຊື້ອ ຕົວຢ່າງ ພູມປູກ ທີ່ນໍາໃຊ້ ການບົ່ມ ເຊື້ອ ວິທີການແຍກເຊື້ອ ປັດສະວະ Blood agar Mac Conkey agar 35 ± 2°C ໃຊ້ຂໍປູກເຊື້ອສະເພາະ 1:1000 ແລະ 1:100. ປະສົມນໍ້າປັດສະວະໃຫ້ເຂົ້າກັນດີ. ໃຊ້ຂໍປູກເຊື້ອ 1 uL ລົງລວງຕັ້ງລຸ່ມໜ້າພຽງຂອງຕົວຢ່າງ. ກວດການໍ້າປັດສະວະໂດຍບໍ່ໃຫ້ມີຝອດອາກາດ. ຂີດ 1 ເສັ້ນຜ່ານກາງຂອງ MacConkey agar ໂດຍໃຊ້ຂໍ ປູກເຊື້ອ1 uL, ຫຼັງຈາກນັ້ນເຮັດຫຼາຍເສັ້ນທາງຂວາງໃນມຸມ 90° ອົງສາ. ປະຕິບັດຕາມຂັ້ນຕອນການປູກຂ້າງເທີງໃສ່ພູມປູກ blood agar. ເອົາພູມປູກຖີ້ມພາຍຫຼັງເຊື້ອບໍ່ເກີດພາຍໃນ 18-24 ຊົ່ວໂມງ. ການແຍກເຊື້ອ ແລະ ການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ ແມ່ນເຮັດ ໄດ້ໃນກໍລະນີຂອງເຊື້ອເກີດ (>105 UFC/mL, ເຊື້ອດ່ຽວ) ຈໍານວນໂຄໂລນີຫຼາຍບວກກັບຫຼາຍໂຄໂລນີຫຼາຍແບບອາດ ເຮັດໃຫ້ມີການປົນເປື້ອນກັບຕົວຢ່າງ; ແນະນໍາໃຫ້ເກັບຕົວ ຢ່າງຄືນໃໝ່. ຖ້າ ໂຄໂລນີເກີດ 103 to 104 UFC/mL ໃຫ້ຄໍານືງເຖີງ ອາການຂອງຄົນເຈັບ. ການເກີດເຊື້ອຕ່າງໆຂອງຕົວຢ່າງປັດສະວະຈາກການແທງ ຢູ່ຂະໂມມ (ຄວນຄໍານືງເຖີງຈໍານວນເຊື້ອ ແລະ ຈໍານວນໂຄ ໂລນີ) ໃຫ້ຄິດຫາຜົນບວກ.
10 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ເລືອດ Blood agar ThayerMartin agar ທີ່ບໍ່ມີຕົວ ຢັບຢັ້ງ Mac Conkey agar 35 ± 2°C with CO2 ການສັງເກດດ້ວຍຕາເປົ່າ ແກ້ວພູມປູກເລືອດ ໃນ 24 ຊົ່ວໂມງ ແລະ 5 ມື້ຂອງການບົ່ມເຊື້ອ. ເຮັດການປູກເຊື້ອ ແລະ ຍ້ອມກລາມຈາກແກ້ວປູກເລືອດ ທີ່ ສະແດງເຖີງການເກີດຂອງເຊື້ອຈຸລິນຊີ (ເຊັ່ນ: ກໍລະນີແກ້ວ ປູກເລືອດຂຸ່ນ ຫຼື ມີແກັດສ). ໃຫ້ແຍກເຊື້ອ ແລະ ທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອຂອງເຊື້ອທີ່ເກີດ. ຫ້າມລາຍງານຜົນຖ້າແມ່ນເຊື້ອທີ່ປົນເປື້ອນ. ອາຈົມ Mac Conkey agar SS agar XLD agar Selenite broth 35 ± 2°C ເຄ່ຍເຊື້ອໃສ່ເທີງແຕ່ລະພູມປູກ ແລະ ເຄ່ຍຂອບພູມປູກ 3 ຫຼື 4 ເສັ້ນດ້ວຍຂໍປູກເຊື້ອ. ເອົາຕົວຢ່າງລົງ selenite broth. ປູກຕົວຢ່າງໃສ່ພູມປູກ: MacConkey SS agar ແລະ selenite broth ທີ່ອຸນຫະພູມ 37°C ໃນເວລາ 18 to 24 ຊົ່ວໂມງ. ກໍລະນີພົບໂຄໂລນີສີໃສ, lactose-negative ສົງໄສເຊື້ອ Shigella, ຫຼືໂຄໂລນີ lactose-negative ສີໃສໃຈດຳ ສົງໄສ Salmonella, ໃຫ້ແຍກເຊື້ອ ແລະ ທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ. ໜອງ ອະໄວຍະ ເພດ ຊາຍ ແລະ ຕົວຢ່າງ ລົງຂາວ Blood agar ThayerMartin agar ທີ່ບໍ່ມີຕົວ ຢັບຢັ້ງ ThayerMartin agar ທີ່ມີຕົວຢັບຢັ້ງ 35 ± 2°C with CO2 . ເຄ່ຍເຊື້ອໃສ່ເທີງແຕ່ລະພູມປູກ ແລະ ເຄ່ຍຂອບພູມປູກ 3 ຫຼື 4 ເສັ້ນດ້ວຍຂໍປູກເຊື້ອ. ເອົາໂຄໂລນີສົງໄສ ເຮັດທົດລອງ oxidase-positive ແມ່ນ N. gonorrheae ໂດຍສະເພາະເກີດໃນພູມປູກ ThayerMartin agar ຄວນຢັ້ງຢືນດ້ວຍການເຮັດຊີວະເຄມີ ແລະ ທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ. 8. ການໄຈ້ແຍກເຊື້ອຈຸລິນຊີ ການທົດລອງຊີວະເຄມີ ເມືອເຊື້ອຈຸລິນຊີທີ່ສົງໃສໄດ້ມີການແຍກເຊື້ອແລ້ວ, ການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ ແມ່ນຈະໄດ້ຮັບການກວດຢັ້ງຢືນໂດຍການ ນໍາໃຊ້ສີຍ້ອມກຼາມທີ່ເໝາະສົມ, ຂັ້ນຕອນການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ ແລະ ການທົດລອງຊີວະເຄມີທີ່ຈໍາເປັນ. ໃນເອກະສານນີ້, ແມ່ ນມີແຕ່ຂັ້ນຕອນສໍາລັບເຊື້ອທີ່ພົບເລື້ອຍໆເທົ່ານັ້ນ. ສ່ວນເຊື້ອທີ່ບໍ່ພົບເລື້ອຍຄວນສົ່ງໄປຢັ້ງຢືນຢູ່ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດ ວິທະຍາເພື່ອລະບຸລັກສະນະໂດຍໃຊ້ແບບຟອມນໍາສົ່ງເຊື້ອ (ເອກະສານຕິດຄັດ 2). ໃນການເຮັດການທົດລອງຊີວະເຄມີ, ໂດຍເອົາເຊື້ອທີ່ມີຄວາມເຂັ້ມຂຸ້ນຈາກການຈະເລີນເຕີບໂຕຂອງເຊື້ອທີ່ໃໝ່ ແລະ ສົດ (18 ຫາ 24 ຊົ່ວໂມງ) ໃນນໍ້າເກືອ 0.85% ແລະ ໃຊ້ຂໍປູກເຊື້ອທີ່ເປັນເຂັມຈຸ່ມເອົາເຊື້ອແລ້ວນໍາໄປແທງລົງແຕ່ລະຫຼອດຂອງຊຸດຊີວະເຄມີ, ນຳໄປເຂົ້າ ຕູ້ບົ່ມເຊື້ອໃນອຸນຫະພູມທີ່ 35 ± 2°ອົງສາ ພາຍໃນ 18 ຫາ 24 ຊົ່ວໂມງແລ້ວນຳມາອ່ານຜົນໂດຍການປຽບທຽບໃນ ຕາຕະລາງຊີວະເຄມີ. ການແຍກເຊື້ອ Gram-positive cocci ຫຼັງຈາກບົ່ມເຊື້ອ 16 ຫາ 24 ຊົ່ວໂມງໃນອຸນຫະພູມ 35° ອົງສາ ໃນ CO2 , ຄວນກວດເບີ່ງໂຄໂລນີ່ທີ່ສົງໄສຢູ່ໃນພູ ມປູກ ແລະ ຄວນເຮັດການຍ້ອມກຣາມ. ຖ້າເຫັນເປັນ positive cocci ຢ່າງຈະແຈ້ງຄວນເຮັດການທົດສອບ catalase
11 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ໂດຍໃຊ້ການຄວບຄຸມຜົນບວກ ແລະ ຜົນລົບ. ການຈະເລີນເຕີບໂຕຂອງເຊື້ອ ແລະ ລັກສະນະຮູບຮ່າງທີ່ສົງໄສວ່າແມ່ນ Gram-positive cocci ໃນພູມປູກມີດັ່ງຕໍ່ໄປນີ້: z ຂະໜາດ - ໂຄໂລນີ Staphylococcus spp. ປົກກະຕິປະມານ 1 ຫາ 3 ມມ. Streptococci ມີຫຼາຍຂະໜາດແຕກຕ່າງກັນຕັ້ງແຕ່ < 0.5 ມມ (ກຸ່ມ S. anginosus), 0.5 - 1 ມມ (beta-hemolytic streptococci ຕົວຢ່າງ S. pyogenes, S. agalactiae), 1 ຫາ 2 ມມ (S. pneumoniae, ກຸ່ມ D streptococci ແລະ enterococci). z ສີ - Staphylococcus spp. ປົກກະຕິຈະເປັນສີຂຸ່ນ ແລະ ສີຂາວ/ສີຄີມ; S. aureus ແມ່ນຈະເປັນສີເຫຼືອງ ຄໍາເມື່ອປູກໃສ່ພູມປູກເລືອດ. Staphylococci ຈະເປັນສີຂາວ, ຍົກເວັ້ນ S. saprophyticus ທີ່ເປັນສີເຫຼືອງ. Streptococci ປົກກະຕິຈະເປັນສີໃສ ຫຼື ສີເທົາ. z ລັກສະນະ/ຮູບຮ່າງ - staphylococci ສ່ວນຫຼາຍຈະເປັນໂຄໂລນີຮູບໂດມ (ກົງ) ຫຼື ແປ. streptococci ສ່ວນຫຼາຍເປັນໂຄໂລນີຮູບໂດມ, ແຕ່ S. pneumoniae ແມ່ນຈະເລີນເຕີບໂຕຢູ່ບໍລິເວນທາງກາງເອີ້ນວ່າ “draughtsman” ເນື່ອງຈາກ autolysis. ບາງເຊື້ອ S. aureus ແລະ S. pneumoniae ທີ່ຮ້າຍແຮງ ອາດຈະມີລັກສະນະເປັນນໍ້າເມືອກຍ້ອນມີການຜະລິດຂອງເປືອກຫຸ້ມຢູ່ນອກຈຸລັງ. z ການເກີດເຊື້ອໃນພູມປູກສະເພາະ - ເຊື້ອ Gram-positive cocci ຈະບໍ່ເກີດໃນພູມປູກສະເພາະ ເຊັ່ນ: ພູມປູກ MacConkey ຫຼື ພູມປູກ Thayer-Martin. z ການແຕກຂອງເມັດເລືອດແດງ - ສໍາລັບ streptococci, ຂື້ນກັບການແຕກຂອງເມັດເລືອດແດງໃນພູມປູກ Blood agar ຊື່ງຈະຊີ້ບອກລັກສະນະສຳຄັນຂອງການແຕກຂອງເມັດເລືອດແດງໃນພູມປູກ : { Alpha-hemolytic: ມີການແຕກບາງພາກສ່ວນຂອງເມັດເລືອດແດງ ລັກສະນະສີຂຽວທີພູມປູກເລືອດ ເຊັ່ນ. S pneumoniae, “viridans” streptococci ຫຼື Enterococcus spp. { Beta-hemolytic: ມີການແຕກແບບຄົບຖ້ວນຂອງເມັດເລືອດແດງເປັນສີໃສແຈ້ງທີ່ພູມປູກເລືອດເຊັ່ນ S pyogenes, S. agalactiae, Group C ແລະ Group G streptococci. { Gamma-hemolytic: ບໍ່ມີການແຕກຂອງເມັດເລືອດແດງ ແລະ ສີຂອງພູມປູກເລືອດບໍ່ມີການ ປຽ່ນແປງ. Staphylococcus aureus ໃຊ້ beta-hemolytic ພູມປູກເລືອດ, ແລະ ຊະນິດຂອງເຊື້ອ coagulase-negative Staphylococcus ສ່ວນຫຼາຍຈະແມ່ນ gamma-hemolytic. ຫຼັງຈາກມີການສັງເກດເບີ່ງລັກສະນະເບື້ອງຕົ້ນຂອງການແຍກເຊື້ອ (ການຈະເລີນເຕີບໂຕໃນພູມປູກ, ການຍ້ອມ ກຣາມ ແລະ ການເຮັດທົດລອງ catalase), ຂັ້ນຕອນການແຍກເຊື້ອສໍາລັບ Gram-positive cocci ຄວນອີງຕາມ (ເອກະສານຕິດຄັດ 3) ການແຍກເຊື້ອ Gram-negative bacilli ຫຼັງຈາກບົ່ມເຊື້ອ 16 ຫາ 24 ຊົ່ວໂມງໃນອຸນຫະພູມ 35° ອົງສາໃນບ່ອນທີ່ມັກອາກາດ, ຄວນກວດ ເບີ່ງໂຄໂລນີ່ທີ່ສົງໄສຢູ່ໃນພູມປູກ ແລະ ຄວນເຮັດການຍ້ອມກຣາມ. ຖ້າເຫັນເປັນ Gram-negative bacilli ຢ່າງຊັດເຈນຄວນເຮັດການທົດສອບ oxidase ໂດຍໃຊ້ການຄວບຄຸມຜົນບວກ ແລະ ຜົນລົບ. ການຈະເລີນເຕີບໂຕຂອງເຊື້ອ ແລະ ລັກສະນະຮູບຮ່າງທີ່ສົງໄສວ່າແມ່ນ Gram-negative bacilli ໃນພູມປູກມີດັ່ງຕໍ່ໄປນີ້: z ຂະໜາດ - Gram-negative bacilli ມີຂະໜາດປານກາງຫາໃຫຍ່, ປົກກະຕິຈະໃຫຍ່ກ່ວາ Gram-positive cocci. z ສີ - ໃນສີທີ່ບໍ່ໄດ້ຄັດເລືອກ, ສ່ວນຫຼາຍ Gram-negative bacilli ຈະເປັນສີເທົາ ຫຼື ສີຄີມ, Serratia marcescens ຈະສ້າງໂຄໂລນີສີບົວເທີງພູມປູກ, ແລະ Pseudomonas species ຈະສ້າງໂຄໂລນີສີຂຽວ.
12 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ລັກສະນະ/ຮູບຮ່າງ - Gram-negative species ສ່ວນຫຼາຍໂຄໂລນີຈະມີລັກສະນະມົນ ແລະ ມີຂອບເຂດຊັດເຈນໃນບາງເຊື້ອ. ເຊື້ອ Shigella ແມ່ນມີຂອບບໍ່ລຽບເທິງພູມປູກ MacConkey, ສ່ວນເຊື້ອ Pseudomonas ແມ່ນມີຂອບເປັນຄື້ນຢູ່ເທີງພູມປູກ blood agar ແລະ ເປັນເມືອກໃນເຊື້ອ Klebsiella pneumoniae ແລະ Pseudomonas aeruginosa ຂອບເຂດບໍ່ລຽບເທີງພູມປູກ MacConkey Agar. z ການເກີດເຊື້ອໃນພູມປູກສະເພາະ - Gram-negative bacilli ຈະເລີນເຕີບໂຕໄດ້ດີໃນພູມປູກສະເພາະ ເຊັ່ນ ພູມປູກ MacConkey, SS ແລະ TCBS. ໃນແຕ່ລະພູມປູກ, ສີຂອງໂຄໂລນີຈະປ່ຽນແປງໄປຕາມສ່ວນປະສົມ ຂອງ carbohydrate ແລະ aminoacid, ແລະ ການຜະລິດຂອງທາດ hydrogen sulfide. z ການແຕກຂອງເມັດເລືອດແດງ - ເຊື້ອ Enterobacteriaceae ແລະ Pseudomonas ແມ່ນ beta-hemolytic ໃນພູມປູກເລືອດ. ເຊື້ອ Acinetobacter ແມ່ນ gamma-hemolytic. ຫຼັງຈາກມີການສັງເກດເບີ່ງລັກສະນະເບື້ອງຕົ້ນຂອງການແຍກເຊື້ອ (ຈະເລີນເຕີບໂຕໃນພູມປູກ, ການຍ້ອມກຣາມ ແລະ ການທົດລອງ oxidase), ການທົດລອງຊີວະເຄມີ (urea, TSI, SIM, Simmons’ citrate, MR-VP, Lysine, Ornithine ແລະ Arginine) ) ແລະ ຄວນເຮັດການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ (AST) ແລະ ການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ ຂອງເຊື້ອທ່ອນ Gram-negative (ເອກະສານຕິດຄັດ 4). 9. ການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ z ເອົາພູມປູກ Mueller Hinton ແລະແຜ່ນຢາຕ້ານເຊື້ອອອກຈາກຕູ້ເຢັນແລ້ວປະໄວ້ທີ່ອຸນຫະພູມຫ້ອງກ່ອນຈະ ນໍາໃຊ້. z ຕາກພູມປູກໃຫ້ແຫ້ງ ເອົາໂຄໂລນີປະສົມກັບນໍ້າເກືອ ປະສົມເຂົ້າກັນດີ ແລ້ວແທກດ້ວຍ McFarland ນໍ້າເບີ 0.5 (1 ຫາ 2x108 CFU/mL). z ເຊື້ອທີ່ປົນໃສ່ນໍ້າເກືອ(ນໍ້າເຊື້ອ)ນັ້ນຕ້ອງທາໃສ່ກັບພູມປູກໂດຍບໍ່ໃຫ້ກາຍ 15 ນາທີ . ໃຊ້ໄມ້ຜັນຝ້າຍ ອະເຊື້ອຈຸມລົງໃນນໍ້າເຊື້ອທີ່ກຽມໄວ້ ແລະ ບີບນໍ້າທີ່ມີເຊື້ອອອກໂດຍເນັ້ນໃສ່ດ້ານໃນຂອງຫຼອດແກ້ວ ນໍາມາທາໃສ່ພູມປູກສາມຄັ້ງ, ໂດຍຕັ້ງພູມປູກໃຫ້ເປັນມຸມ 60° ອົງສາ ເພື່ອຮັບປະກັນການແຈກຢາຍເຊື້ອທີ່ ເໝາະສົມ. ພາຍຫຼັງທາອ້ອມຂອບພູມປູກແລ້ວ ປະໄວ້ໄລຍະນື່ງແຕ່ບໍ່ໃຫ້ກາຍ 15 ນາທີ ເພື່ອໃຫ້ມີການດູດຊຶມ ແຜ່ນຢາຕ້ານເຊື້ອແລ້ວວາງແຜ່ນຢາລົງການໃສ່ພູມປູກນັ້ນ. z ການວາງແຜ່ນຢາລົງພູມປູກ Mueller Hinton ແມ່ນນໍາໃຊ້ຄີມໜີບທີ່ອະເຊື້ອໜີບເອົາແຜ່ນຢາຄ່ອຍວາງລົງ ດ້ານເທິງຂອງພູມປູກ ເພື່ອຮັບປະກັນວ່າທຸກພາກສ່ວນຂອງແຜ່ນຢາໄດ້ສຳຜັດກັບເຊື້ອທີ່ທາໄວ້ ແລະ ບໍ່ໃຫ້ກາຍ 7 ແຜ່ນໃນພູມປູກ: ບໍ່ໃຫ້ເຄື່ອນຍ້ານແຜນຢາ ເມື່ອແຜ່ນດັ່ງກ່າວໄດ້ສໍາຜັດກັບພູມປູກແລ້ວ. ການວາງແຜ່ນຢາ ບໍ່ໃຫ້ກາຍ 15 ນາທີ. z ສໍາລັບການບົ່ມເຊື້ອ, ບົ່ມເຊື້ອໃນອຸນຫະພູມ ທີ່ 35 (± 2°C), 16 ຫາ 18 ຊົ່ວໂມງ ພາຍໃຕ້ເງື່ອນໄຂ ສະພາບ ແວດລ້ອມທີ່ມີອາກາດ. z ຫຼັງຈາກການບົ່ມເຊື້ອ, ຄວນອ່ານຜົນສະເພາະເຊື້ອທີ່ຈະເລີນເຕີບໂຕເທົ່ານັ້ນ. ການອ່ານຜົນໃຫ້ອ່ານຕາມ ຂອບເຂດທີ່ເປັນວົງແຈ້ງອອກ, ອ່ານໃສ່ບ່ອນພື້ນທີ່ມີສີດໍາ ຫຼື ບ່ອນທີ່ມີແສງສະຫວ່າງສະທ້ອນໃສ່. ການແທກ ຂອບເຂດໃຫ້ວາງແທກລົງພື້ນໂດຍໃຊ້ເສັ້ນຜ່ານສູນກາງ ຫລື ໄມ້ບັນທັດເປັນມິນລິແມັດສຳລັບແທກຂອບ ເຂດຂອງຢາ. ເຊື້ອ Proteus spp. ໃຫ້ແທກຂອບເຂດແຈ້ງ ແຕ່ຕ້ອງສັງເກດການສ້າງຄື້ນຂອງເຊື້ອຊື່ງອາດ ພາໃຫ້ການອ່ານຜິດພາດ. ເມື່ອມີການວັດແທກຂອບເຂດຂອງ co-trimoxazole ຄວນສັງ ເກດເບີ່ງການ ຈະເລີນເຕີບໂຕໃນຂອບເຂດຂອງແຜ່ນຢາ (20% ຫຼື ຕໍ່າກ່ວາປົກກະຕິ) ແລະ ແທກຂອບເຂດທີ່ຊັດເຈນທີ່ສຸດ. ກໍລະນີທີ່ເຊື້ອບໍ່ສົດ ຫລື ມີໂຄໂລນີເກີດປົນຂື້ນນໍາ ຄວນປູກຄືນຈາກກັບທີ່ເຮົາວາງຢາຕ້ານເຊື້ອນັ້ນໃຫມ່ ແລະ ເຮັດການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອຄືນອີກ. ຖ້າການຈະເລີນເຕີບໂຕຂອງໂຄໂລນີມີຂະໜາດນ້ອຍໃນລັດສະໝີເສັ້ນ ຜ່ານສູນກາງຄວນແທກຂອບເຂດຂອງໂຄໂລນີ.
13 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ z ການລາຍງານຜົນການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ ຄວນ ອີງໃສ່ CLSI ປະຈໍາແຕ່ລະປີ ຫລື ເອກະສານການແປ ຜົນຂອງແຕ່ລະເຊື້ອຈຸລີນຊີຂອງ EUCAST. ການລາຍການຜົນຄວນບົ່ງບອກເຖີງການຮູ້ສຶກດີຕໍ່ຢາ (S), ການຮູ້ສຶກດີຕໍ່ຢາປານກາງ (I) ຫລື ການຕ້ານຕໍ່ຢາ (R). z ໃຫ້ເບິ່ງເອກະສານຄັດຕິດ 5: ການກໍານົດຄ່າເພີ່ມເຕີມ ຂອງການທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອຂອງເຊື້ອ Neisseria gonorrheae ແລະ Salmonella spp.
14 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ 10.ເອກະສານຕິດຄັດ ເອກະສານຕິດຄັດ 1. ແບບຟອມການສັ່ງປູກເຊື້ອສໍາລັບສະຖານທີ່ເຝົ້າລະວັງ ແບບຟອມສັ່ງປູກເຊື້ອ ສໍາລັບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR surveillance) 1. ຊື່ໂຮງໝໍ: ໂຮງໝໍແຂວງຄໍາມ່ວນ ໂຮງແຂວງຫຼວງນໍ້າທາ ໂຮງໝໍແຂວງຫຼວງພະບາງ ໂຮງໝໍມະໂຫສົດ ໂຮງໝໍເຊດຖາທິຣາດ ໂຮງໝໍແຂວງສາລະວັນ ໂຮງໝໍແຂວງຊຽງຂວາງ 2. ພະແນກ: ________________________ 3. ລະຫັດຄົນເຈັບ: ____________________ 4. ຊື່ຄົນເຈັບ: __________________ 5. ນາມສະກຸນຄົນເຈັບ: _________________ 6. ວັນເດືອນປີເກີດ: _________________ 7. ອາຍຸ: ______ 8. ເພດ: ___________ 9. ອາການ ແລະ ການບົ່ງມະຕິເບື້ອງຕົ້ນ: ຊຶມເຊື້ອເລືອດ ໄຂ້ ຫຼື ປະຫວັດມີໄຂ້ (< 36°C) ໜາວສັ່ນ ຢຸດຫາຍໃຈກະທັນຫັນ ຫົວໃຈເຕັ້ນຊ້າ ຄວາມດັນເລືອດຕໍ່າ ຫົວໃຈຕີໄວ ຫາຍໃຈໄວ ງ່ວງຊືມ simplified SOFA2 score ≥ 2 ອື່ນໆ: ________________ ອັກເສບລະບົບຖ່າຍເທ ໄຂ້ ຫຼື ປະຫວັດມີໄຂ້ ອຸນຫະພູມຕໍ່າ (< 36°C) ຍ່ຽວເຮ່ຍ ຍ່ຽວຢັດ ຍ່ຽວເຈັບ ເຈັບໜ່ວງທ້ອງນ້ອຍ ຍ່ຽວຂຸ້ນ ການກວດຈຸ່ມຍ່ຽວຜິດປົກກະຕິ ອື່ນໆ: ___________________________ ຖອກທ້ອງກະທັນຫັນ ໄຂ້ທໍລະພິດ ໄຂ້ ຫຼື ປະຫວັດມີໄຂ້ ອຸນຫະພູມຕໍ່າ (< 36°C) ຖ່າຍຫຼາຍກ່ວາ 3 ເທື່ອ/ມື້ ຮາກ ອາການຂາດນ້ຳໃນເດັກນ້ອຍ ອື່ນໆ: ____________________ ພະຍາດຕິດຕໍ່ ທາງເພດສໍາພັນ ຍ່ຽວເຈັບ ເຈັບໜ່ວງທ້ອງນ້ອຍ ມີໜອງຍ້ອຍ ມີອາການເຈັບເວລາມີເພດສໍາພັນ ອື່ນໆ: _________________________ ອື່ນໆ _____________ __________________________________________________________ __________________________________________________________ 10. ວັນທີເລີ່ມຕົ້ນເຈັບ: ________________11. ວັນທີເຂົ້າໂຮງໝໍ:____________________ 12. ມີປະຫວັດການໃຊ້ຢາຕ້ານເຊື້ອພາຍໃນ 14 ມື້ຜ່ານມາ: ມີ ບໍ່ມີ ບໍ່ຮູ້ 13. ການປິ່ນປົວດ້ວຍຢາຕ້ານເຊື້ອໃນປະຈຸບັນ: ________________________ 14. ປະເພດຕົວຢ່າງ: ເລືອດ ປັດສະວະ ອາຈົມ ໜອງອະໄວຍະວະເພດຊາຍ/ຕົວຢ່າງລົງຂາວ 15. ຜູ້ເກັບຕົວຢ່າງ: ____________ 16. ເວລາເກັບຕົວຢ່າງ: ________________ 17. ວັນທີເກັບຕົວຢ່າງ ແລະ ສໍາເລັດການຕື່ມແບບຟອມ:____________________________ 18. ຜູ້ສັ່ງກວດ:_____________________ 19. ຜູ້ຕື່ມແບບຟອມ: __________________ 20. ຜູ້ສົ່ງຕົວຢ່າງ: ____________________ 21. ຜູ້ຮັບຕົວຢ່າງ: ____________________ 22. ເວລາຫ້ອງວິເຄາະໄດ້ຮັບຕົວຢ່າງ: ______________ 23. ລະຫັດຕົວຢ່າງ: ______________
15 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ເອກະສານຕິດຄັດ 2. ແບບຟອມການນໍາສົ່ງເຊື້ອຫາສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ ແບບຟອມນໍາສົ່ງເຊື້ອ ສໍາລັບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR surveillance) ກ. ຂໍ້ມູນທົ່ວໄປຂອງຄົນເຈັບ ຂ. ຂໍ້ມູນການແຍກເຊື້ອ ຄ. ໃຊ້ສໍາລັບສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ ເທົ່ານັ້ນ 1. ຊື່ໂຮງໝໍ: ໂຮງໝໍແຂວງຄໍາມ່ວນ ໂຮງແຂວງຫຼວງນໍ້າທາ ໂຮງໝໍແຂວງຫຼວງພະບາງ ໂຮງໝໍແຂວງສາລະວັນ ໂຮງໝໍເຊດຖາທິຣາດ ໂຮງໝໍມະໂຫສົດ ໂຮງໝໍແຂວງຊຽງຂວາງ 2. ຊື່ຄົນເຈັບ: ____________ 3. ນາມສະກຸນຄົນເຈັບ: ____________ 4. ລະຫັດຄົນເຈັບ: ____________ 5. ວັນເດືອນປີເກີດ: _________________ 6. ອາຍຸ: ________________ 7.ເພດ: ________________ 8. ອາການ: ໄຂ້ ຫຼື ປະຫວັດມີໄຂ້ ອຸນຫະພູມຕໍ່າ (< 36°C) ໜາວສັ່ນ ຢຸດຫາຍໃຈກະທັນຫັນ ຫົວໃຈເຕັ້ນຊ້າ ຄວາມດັນເລືອດຕໍ່າ ຫົວໃຈຕີໄວ ຫາຍໃຈໄວ simplified SOFA2 score ≥ 2 ງ່ວງຊືມ ຍ່ຽວເຮ່ຍ ຍ່ຽວຢັດ ຍ່ຽວເຈັບ ເຈັບໜ່ວງທ້ອງນ້ອຍ ຖ່າຍຫຼາຍກ່ວາ 3 ເທື່ອ/ມື້ ຮາກ ອາການຂາດນ້ຳໃນເດັກນ້ອຍ ຍ່ຽວຂຸ້ນ ມີໜອງຍ້ອຍ ມີອາການເຈັບເວລາມີເພດສໍາພັນ ການກວດຈຸ່ມຍ່ຽວຜິດປົກກະຕິ ອື່ນໆ: _________ 9. ວັນທີ່ເລີ່ມມີອາການ: _________ 10. ວັນທີ່ເຂົ້ານອນໂຮງໝໍ:_____________________ 11. ການບົ່ງມະຕິເບື້ອງຕົ້ນ: ຖອກທ້ອງກະທັນຫັນ ໄຂ້ທໍລະພິດ ຊຶມເຊື້ອເລືອດ ອັກເສບລະບົບຖ່າຍເທ ພະຍາດຕິດຕໍ່ທາງເພດສໍາພັນ ອື່ນໆ______________ 12. ມີປະຫວັດການນໍາໃຊ້ຢາຕ້ານເຊື້ອພາຍໃນ 14 ມື້ຜ່ານມາ: ມີ ບໍ່ມີ ບໍ່ຮູ້ 13. ການປິ່ນປົວດ້ວຍຢາຕ້ານເຊື້ອໃນປະຈຸບັນ: ___________________________________ 14. ລະຫັດຕົວຢ່າງ/ການແຍກເຊື້ອ: __________________ 15. ວັນທີ່ປູກເຊື້ອ: __________________ 16. ວັນທີເກັບຮັກສາເຊື້ອ: __________________ 17. ປະເພດຕົວຢ່າງ: ເລືອດ ປັດສະວະ ອາຈົມ ໜອງອະໄວຍະວະເພດຊາຍ/ຕົວຢ່າງລົງຂາວ 18. ເຫດຜົນໃນການຢັ້ງຢືນ: ເພື່ອຢັ້ງຢືນ QA/QC 19. ຜົນເບື້ອງຕົ້ນຂອງການໄຈແຍກເຊື້ອເບື້ອງ: ______________________________________ 20. ຮູບແບບການຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR): MRSA ESBL CRE ບໍ່ມີ ອື່ນໆ ______________ 21. ຂໍ້ມູນຕິດຕໍ່ຂອງພະນັກງານວິເຄາະ.__________________ 22. ວັນທີສົ່ງເຊື້ອມາ ສວລ______________ 23. ລະຫັດຕົວຢ່າງອ້າງອີງຂອງ ສວລ: ____________ 24. ວັນທີ່ໄດ້ຮັບຕົວຢ່າງ: _________________ 25. ຜູ້ຮັບຕົວຢ່າງ: ______________________________________
16 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ເອກະສານຕິດຄັດ 3. ຂັ້ນຕອນວິທີການແຍກເຊື້ອ Gram-positive cocci
17 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ເອກະສານຕິດຄັດ 4. ຂັ້ນຕອນວິທີການໄຈ້ແຍກເຊື້ອ Gram-negative bacilli
18 ຄູ່ມືລະບົບການເຝົ້າລະວັງເຊື້ອຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ (AMR) ໃນ ສປປ ລາວ ເອກະສານຕິດຄັດ 5. ການກໍານົດຄ່າເພີ່ມເຕີມ ຂອງການທົດລອງຢາ ຕ້ານເຊື້ອ (Supplementary AST break points) a. ເຊື້ອໜອງໃນແທ້ (Neisseria gonorrheae) ສຳລັບເຊື້ອ Neisseria gonorrheae ປະຈຸບັບ ບໍ່ມີການກໍານົດຄ່າຂອງ EUCAST ສຳລັບການເຮັດທົດລອງຢາຕ້ານເຊື້ອ, ສະນັ້ນເງືອນໄຂໃນການທົດລອງ ແລະ ຄ່າກໍານົດ ຕໍ່ໄປນີ້ຈະໃຊ້ໃນການເຝົ້າລະວັງໃນ ສປປ ລາວ: b. Salmonella spp. ສຳລັບເຊື້ອ Salmonella spp, ວິທີທີ່ຕ້ອງການທົດລອງການຕ້ານຕໍ່ຢາ fluoroquinolone ຄື ການທົດລອງ ciprofloxacin MIC. ສຳລັບຫ້ອງວິເຄາະທີ່ບໍ່ໄດ້ໃຊ້ວິທີການເຮັດທົດລອງດ້ວຍວິທີ MIC, ການທົດລອງ ການຕ້ານຕໍ່ຢາ ດ້ວຍ ciprofloxacin 5 ug ແລະ ຄ່າກໍານົດ ຕໍ່ໄປນີ້ໃນ ສປປ ລາວ ໃນການຕ້ານຕໍ່ຢາຕ້ານເຊື້ອ Ciprofloxacin ຂອງເຊື້ອ Salmonella typhi ທຸກສາຍພັນຈະເຮັດການກວດຢັ້ງຢືນ ໂດຍ ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ Neisseria gonorrheae ພູມປູກ GC agar base ແລະ 1% defined growth supplement. ບົ່ມໃນອຸນຫະພູມ 36°C ± 1, 5% CO2, 20-24 ຊົ່ວໂມງ ຄວາມເຂັ້ມຂຸ້ນຂອງຢາ (ug) S I R Penicillin Penicillin 10U ≥47 27-46 ≤26 Cephalosporins Ceftriaxone 30 ≥35 - - Cefixime 5 ≥31 - - Aminocyclitols Spectinomycin 30 ≥18 15-17 ≤14 Fluoroquinolones Ciprofloxacin 5 ≥41 28-40 ≤27 Salmonella spp. ພູມປູກ Mueller Hinton agar. ບົ່ມທີ່ອຸນຫະພູມ 35°C ± 2, ອຸນຫະພູມຫ້ອງ, 16-18 ຊົ່ວໂມງ ຄວາມເຂັ້ມຂຸ້ນຂອງຢາ (ug) S I R Ciprofloxacin 5 ≥ 31 21-30 ≤ 20
in Lao PDR Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System National Center for Laboratory and Epidemiology (NCLE) ສູນວິເຄາະ ແລະ ລະບາດວິທະຍາ ກະຊວງສາທາລະນະສຸກ ສວລ NCLE
Table of Contents 1. Introduction......................................................................................................................... 1 2. Request form for use at surveillance sites for clinical samples sent for culture ............ 1 3. Prioritized specimens, organisms and antimicrobials for surveillance .......................... 1 4. Clinical definitions............................................................................................................... 3 4.1. Bacteremia, sepsis and septic shock .................................................................................. 3 4.2. Urinary tract infection........................................................................................................ 4 4.3. Bacterial gastroenteritis..................................................................................................... 4 4.4. Gonorrhea.......................................................................................................................... 4 5. Sample collection and transport methods ....................................................................... 4 5.1. Blood sample for culture.................................................................................................... 4 5.2. Urine sample for culture .................................................................................................... 5 5.3. Genital tract samples for culture........................................................................................ 7 5.4. Stool culture....................................................................................................................... 7 6. Specimen and isolate transport......................................................................................... 8 7. Culture of specimens and pathogen isolation .................................................................. 9 8. Bacterial identification...................................................................................................... 11 9. Susceptibility testing ........................................................................................................ 13 10. Annexes............................................................................................................................ 15 Annex 1. Culture request form for surveillance sites..............................................................15 Annex 2. Isolate referral form to NCLE....................................................................................16 Annex 3. Gram-positive cocci identification algorithm ...........................................................17 Annex 4. Gram-negative bacilli identification algorithm.........................................................18 Annex 5. Supplementary AST breakpoints..............................................................................19
1 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR 1. Introduction The “Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR” is a companion document for the “Strategy for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR” that includes the technical procedures that will be used at the AMR surveillance sites. This protocol describes the clinical definitions to be included in the surveillance system, the prioritized organisms and antimicrobials for surveillance, sample collection and transport methods and the recommended techniques for culture of specimens, bacterial isolation and identification and bacterial susceptibility testing. 2. Request form for use at surveillance sites for clinical samples sent for culture AMR surveillance cases will be found among routine clinical samples using the provided clinical definitions in this document. Data collection at surveillance sites will be performed using a standard request form (Annex 1) and the WHONET software. 3. Prioritized specimens, organisms and antimicrobials for surveillance Due to capacity differences in reporting AMR clinical and laboratory data, the surveillance system will be implemented in different tiers: z Tier 1 (Basic level): Due to limitations in laboratory and human capacity, at an initial stage, blood and urine specimens will be collected at these sites and sent to Vientiane Capital for processing and AMR testing, until adequate capacity is achieved for processing specimens locally. Urine specimens will be sent refrigerated. At a later phase, these hospitals will process the whole list of prioritized specimens and pathogens (Table 1). z Tier 2 (Intermediate level, phase 1): These hospitals will process locally urine and stool specimens from selected wards in the initial phase, and at a later phase will incorporate blood and urethral and cervical swabs. z Tier 3 (Intermediate level, phase 2): These hospitals will be incorporated at a later phase, and will progressively process all prioritized specimens locally (Table 1). The below list details the essential combination of antibiotics, bacterial species and specimens that must be reported to the national surveillance system; however, any other specimen, species or antibiotic that is already being routinely tested at the surveillance sites for clinical diagnosis can be registered in the local hospital WHONET database.
2 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Table 1. List of prioritized specimens, species and antibiotics Prioritized specimen Laboratory case definition Priority species Antibiotics Blood Isolation of pathogen from blood Acinetobacter baumannii Doxycycline, Gentamicin, Imipenem, Meropenem Burkholderia pseudomallei Amoxicillin/clavulanic acid, Ceftazidime, Co-trimoxazole, Doxycycline, Imipenem, Meropenem Escherichia coli Ampicillin, Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Co-trimoxazole, Imipenem, Meropenem Klebsiella pneumoniae Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Co-trimoxazole, Imipenem, Meropenem Staphylococcus aureus Cefoxitin* Streptococcus pneumoniae Co-trimoxazole, Oxacillin, Penicillin G Salmonella spp. Azithromycin, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Meropenem Urine Significant growth in urine specimen (pure culture) Escherichia coli Ampicillin, Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Co-trimoxazole, Imipenem, Meropenem Klebsiella pneumoniae Cefepime, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Co-trimoxazole, Imipenem, Meropenem Stool Isolation of Salmonella spp. or Shigella spp. from stool Salmonella spp. Azithromycin, Ceftazidime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Meropenem Shigella spp. Ceftazidime Ceftriaxone, Ciprofloxacin Urethral and cervical swabs Isolation of N. gonorrhoeae Neisseria gonorrhoeae Cefixime, Ceftriaxone, Ciprofloxacin, Spectinomycin
3 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR The listed substances are priorities for surveillance of resistance in each pathogen, although they may not be first-line options for treatment. * Cefoxitin is a surrogate for testing susceptibility to oxacillin in S. aureus, the AST report to clinicians should state susceptibility or resistance to oxacillin. Oxacillin is a surrogate for testing reduced susceptibility or resistance to penicillin in S. pneumoniae, the AST report to clinicians should state reduced susceptibility or resistance to penicillin. Notes: 1. ESBL-producing E.coli or ESBL-producing K. pneumoniae. 2. E.coli, K. pneumoniae, Salmonella spp. or Shigella spp. resistant (R) or intermediate (I) to imipenem and/or meropenem. 3. Penicillin-resistant Streptococcus pneumoniae. These isolates should be stocked and sent to NCLE for resistance confirmation and further studies such as minimum inhibitory concentration (MIC) detection and molecular testing for resistance genes detection 4. Clinical definitions 4.1. Bacteremia, sepsis and septic shock A patient with at least one of the following signs should have a blood specimen collected before the first dose of antibiotic whenever possible: Patients aged ≥ 1 year: z fever (> 37.5°C, axillary) z hypothermia (< 36°C) z chills z cyanosis z delayed capillary refill z cold skin z cool extremities z simplified SOFA2 score ≥ 2 (at least 2 of the 3 criteria listed below) - altered mentation (Glasgow score < 13) - systolic blood pressure < 100 mm Hg - respiratory rate > 22 / min Patients aged < 1 year: z fever (> 37.5°C, axillary) z hypothermia (< 36°C) z chills z cyanosis z delayed capillary refill z cold skin z cool extremities z tachycardia z tachypnea z altered consciousness z lethargy z irritability z not interacting with care giver
4 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR 4.2. Urinary tract infection A patient with at least one of the following signs or symptoms should have a urine specimen collected before the first dose of antibiotic whenever possible: z fever (> 37.5°C, axillary) z hypothermia (< 36°C) z increased urinary frequency z dysuria, lumbar pain, suprapubic tenderness z turbid urine z abnormalities on urinary dipsticks (elevated nitrites and/or leukocytes) 4.3. Bacterial gastroenteritis A patient that has at least one of the following signs or symptoms should have a stool specimen collected before the first dose of antibiotic whenever possible: z Fever (> 37.5°C, axillary) z Hypothermia (< 36°C) z More than 3 loose stools in 24 hours z Dehydration in children 4.4. Gonorrhea A patient that has at least one of the following signs or symptoms should have a urethral or endocervical swab collected before the first dose of antibiotic whenever possible: z Burning pain on urination z Purulent discharge z Pain during sexual intercourse z Pelvic pain 5. Sample collection and transport methods 5.1. Blood sample for culture The optimum time for obtaining the sample for blood culture is just before the fever spike, however, achieving this ideal situation is rare; therefore, it is important to collect a blood culture at any time if suspicious of severe infection (high fever spikes, hypotension, rigors). Alternatively, samples can be obtained according to the case: z Continual bacteremia (e.g. endocarditis): at any time z Intermittent bacteremia (e.g. brucellosis): if possible, one hour before the fever spike Blood culture specimen collection z Wash hands thoroughly with antiseptic and water, rinse and dry, and use gloves. z Remove external bottle caps. z Disinfect the diaphragm of the blood culture bottle with 70% alcohol or iodine solution.
5 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR z Palpate to locate the vein to be punctured. Use a different vein for each extraction. z Disinfect with alcohol or 2% chlorhexidine gluconate in 70% alcohol an area about 10 cm in diameter and allow to dry for one minute. z Draw blood without touching the disinfected area. If it becomes necessary to relocate the vein, you should disinfect the area again before drawing blood. For adults, 5 to 10 mL of blood is recommended, ideally collected from two or more different venopunctures. For children, a minimum of 1 mL is recommended, with no more than 1% of the patient estimated total blood volume cultured. z Inoculate the culture bottle with the patient blood (5 mL per adult bottle and 2 mL per child). Mix the contents of the bottle gently by inversion two or three times. The inoculation of the blood bottle must be performed immediately after obtaining the sample to prevent clotting. z Discard syringe needle in a puncture-resistant container. Do not re-insert the needle into its sheath. z Clean the bottle cap and label the sample. Transport immediately to the laboratory at room temperature, do not refrigerate. 5.2. Urine sample for culture Urine is an excellent culture medium for bacterial growth, therefore, the sample must be processed within 2 hours of being obtained sample or be kept at 4°C until processing (within 24 hours). Midstream collection of urine (instructions for male) z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry. z Retract foreskin if present. z With a clean wet towel, cleanse the urinary opening of the penis starting at the center and working outward. z Remove lid carefully from the collection container, do not touch the inside of the container or rim. z Begin to void urine, letting the first 20 to 25 mL pass into the toilet. Position the cup in the stream of urine until the container is about one-half to two-thirds full. Finish voiding into the toilet. z After obtaining the urine specimen, screw the lid on tightly, again being careful to avoid touching inside the container or lid. z Transport the urine sample to the laboratory immediately. If not possible, maintain the sample in a container with ice or refrigerated (keep at 4°C) up to a maximum of 24 hours. Midstream collection of urine (instructions for female) z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry. z While seated on the toilet spread labia majora (outer folds of vulva). z With a clean wet towel, wipe one side of the labia minora (inner folds of vulva) using a single downward stroke.
6 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR z With another portion of the towel, repeat the procedure on the opposite side using a single downward stroke. Afterwards, cleanse meatus (center area) with a single downward stroke. z Remove lid carefully from the collection container, do not touch the inside of the container or rim. z Begin to void urine, letting the first 20 to 25 mL pass into the toilet. Position the cup in the stream of urine until the container is about one-half to two-thirds full. Finish voiding into the toilet. z After obtaining the urine specimen, screw the lid on tightly, again being careful to avoid touching inside the container or lid. z Transport the urine sample to the laboratory immediately. If not possible, maintain the sample in a container with ice or refrigerated (keep at 4°C) up to a maximum of 24 hours. Collection of urine from a catheter z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry, and use gloves. z Clamp the catheter drainage tubing or bend it back on itself distally to the port. If an insufficient amount of urine is present in the tubing, allow the tubing to remain clamped up to 30 minutes, to collect a sufficient amount of urine, unless contraindicated. z Remove lid from specimen container, keeping the inside of the container and lid free from contamination. z Cleanse aspiration port vigorously with alcohol or other disinfectant wipe and allow port to air dry. z Attach the syringe to the needleless port or insert the needle or blunt-tipped cannula into the port. z Slowly aspirate enough urine for specimen (usually 10 mL is adequate). z Remove the syringe from the port and engage the needle guard. z Unclamp the drainage tubing. z Remove the needle from the syringe before emptying the urine into the specimen container, and slowly inject the urine into the container taking care to avoid touching the syringe tip to any surface. z Label the container with the patient’s name, date of sample collection and specimen type. z Transport the urine sample to the laboratory immediately. If not possible, maintain the sample in a container with ice or refrigerated (keep at 4°C) up to a maximum of 24 hours. Suprapubic or vesical puncture Suprapubic puncture should be performed by trained medical personnel, as it requires a good knowledge of the technique and precautions to be taken, with rigorous sterilization, hemostasis and disposal issues. Indications for obtaining urine cultures by bladder puncture include: clinical evidence of urinary tract infection with low or zero microbial counts, in neonates and infants, or contraindicated or difficult catheterization. z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry and use gloves.
7 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR z To perform the procedure, patients must have a full and palpable bladder. z Puncturing should be carried through healthy skin (avoiding bedsores or dermatitis). z Perform local anesthesia. z Perform skin asepsis in the puncture site with 70% alcohol, then apply iodine solution concentrically in the puncture site. z The patient should be supine; puncture 1.5 cm at the symphysis pubis, in the midline, and aspirate 2 to 5 mL of bladder contents. z Empty urine into a sterile container, preventing the neck of the syringe from coming into contact with non-sterile surfaces, and the outer walls of the container. z Label the container with the patient’s name, date of sample collection and specimen type. z Transport the urine sample to the laboratory immediately. If not possible, maintain the sample in a container with ice or refrigerated (keep at 4°C) up to a maximum of 24 hours. 5.3. Genital tract samples for culture Endocervical swab This is the preferred specimen from females. z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry, and use gloves. z Speculum should be lubricated with water only. z Specimen collection should be done with a sterile swab. z Rotate swab against the wall of the endocervical canal several times for 20 to 30 seconds and withdraw without touching the vaginal surface. z Place the swab in Charcoal Amies transport media, label the specimen and send to the laboratory immediately. Urethral swab This is the preferred specimen in males, or in females with no cervix (e.g. post-hysterectomy). z Wash hands thoroughly with soap and water, rinse and dry, and use gloves z Delay obtaining specimens until 2 hours after patient has last voided. z Gently insert the urogenital swab into the urethra (females 1 to 2 cm, males 2 to 4 cm). Rotate the swab in one direction for at least one revolution for a minimum of 10 seconds. Withdraw the swab. z Place the swab in Charcoal Amies transport media, label the specimen and send to the laboratory immediately. 5.4. Stool culture z Give the bed pan to the patient to take to the toilet. z Insert the swab into the stool , particularly in bloody, slimy or watery areas, and make sure that visible fecal material is present on the swab. z Place the swab into Cary Blair transport media and close the tube with the cap tightly.
8 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR z If Cary Blair transport media is not available, use the spoon provided with the stool container to collect 5-10 g or 5-10 mL of stool, particularly from blood, slimy or watery areas, and transfer to the stool container. z Label the tube with the patient’s name and date of sample collection and transport Cary Blair transport media or stool container to the laboratory within 30 minutes. Remarks: If it is not possible to collect a stool specimen, a rectal swab in Cary Blair transport media may be substituted. 6. Specimen and isolate transport In some situations, surveillance site laboratories may need to send clinical specimens to Vientiane Capital for processing; also for quality control purposes, a randomly selected 10% of the surveillance bacterial isolates from the sentinel cites must be sent to NCLE in tubes containing solid nutrient agar for verification. In both cases, precautions should be taken to avoid accidental exposure during transport: these precautions vary slightly according to the transport mean used (air transport or ground transport). In case of air transport, the required packaging consists of three layers as follows: 1. Primary receptacle. A labelled, primary watertight, leak-proof receptacle containing the specimen. The receptacle is wrapped in enough absorbent material to absorb all fluid in case of breakage. 2. Secondary receptacle. A second, durable, watertight, leak-proof receptacle to enclose and protect the primary receptacle(s). Several wrapped primary receptacles may be placed in one secondary receptacle. Sufficient additional absorbent material must be used to cushion multiple primary receptacles. 3. Outer shipping package. The secondary receptacle is placed in an outer shipping package which protects it and its contents from outside influences such as physical damage and water while in transit. Specimen data forms, letters and other types of information that identify or describe the specimen and also identify the shipper and receiver should be taped to the outside of the secondary receptacle. The maximum net quantity of infectious substances which can be contained in an outer shipping package is 50 mL or 50 g if transport is by passenger aircraft; otherwise, the limit per package is 4 L or 4 kg for transport by cargo aircraft. Packages must be oriented so the closures are upward, and arrows indicating the “UP” direction must be placed on two opposite sides of the package. For specimens that need to be refrigerated, wet or dry ice may be used; in this case, it must be placed outside the secondary receptacle. If wet ice is used it should be in a leak-proof container and the outer package must also be leak-proof. The secondary receptacle must be secured within the outer package to prevent damage after the refrigerant has melted or dissipated. Dry ice must not be placed inside the primary or secondary receptacle because of the risk of explosions.
9 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR For ground transport, the basic principle of safe transport is the same as for air or international transport – the material should not have any possibility of escaping from the package under normal conditions of transport. The following practices should be observed: 1. Specimen containers should be watertight and leak-proof; 2. If the specimen container is a tube, it must be tightly capped and placed in a rack to maintain it in an upright position; 3. Specimen containers and racks should be placed in robust, leak-proof plastic or metal transport boxes with secure, tight fitting covers; 4. The transport box should be secured in the transport vehicle; 5. Each transport box should be labelled appropriately consistent with its contents; 6. Specimen data forms and identification data should accompany each transport box; 7. A spill kit containing absorbent material, a chlorine disinfectant, a leak-proof waste disposal container and heavy-duty reusable gloves should be kept in the transport vehicle. 7. Culture of specimens and pathogen isolation For processing clinical samples and isolates, primary protection implements should be used, which are: z Lab coat z Mask z Latex gloves z Safety glasses Essential equipment used in the laboratory includes the laminar flow Biological Safety Cabinet, which is designed to protect the worker, the laboratory atmosphere and work materials from exposure to infectious aerosols that may be generated when handling infectious materials.
10 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Table 2. Isolation procedures Specimen type Primary isolation medium Incubation Procedure Urine Blood agar MacConkey agar 35 ± 2°C Use calibrated loops of 1:1000 and 1:100. Mix urine well. Insert the calibrated loop of 1 uL vertically into the sample, just below the surface. Verify that the handle has a urine sample; avoid bubbles. Inoculate a line in the center portion of the MacConkey agar plate with the 1 uL loop, then make several lines on the previous seeding in a 90º angle. Proceed in the same way with the calibrated loop of 10 uL in the blood agar. Discard routine cultures that have no growth after 18 to 24 hours of incubation. Isolate and perform identification battery and AST for plates with significant growth (>105 UFC/mL, single pathogen). High counts with mixed colonies may suggest sample contamination; recommend new sample. 103 to 104 UFC/mL colony counts should only be taken into consideration in symptomatic patients. In suprapubic puncture urine samples, any growth (disregarding of number of pathogens and colony count) is considered a positive significant growth. Blood Blood agar ThayerMartin agar without inhibitors MacConkey agar 35 ± 2°C with CO2 Perform blind subcultures from the blood culture bottles at 24 hours and 5 days incubation. Perform subculture and Gram stain from the blood culture bottle whenever there is an indication of possible bacterial growth (e.g. turbidity, gas production). Isolate and perform identification battery and AST for plates with significant growth. Do not report suspected contaminants.
11 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Stool MacConkey agar SS agar XLD agar Selenite broth 35 ± 2°C Inoculate with the swab, a portion of the sample on top of each of the plates and striate in 3 or 4 quadrants with the sterile loop. Submerge the swab in the selenite broth. The plates will have the following distribution: MacConkey, SS agar and selenite broth are incubated at 37°C for 18 to 24 hours. In case of finding translucent colonies, lactosenegative suggestive of Shigella, or lactosenegative colonies with black center suggestive of Salmonella, perform identification tests and AST. Endocervical and urethral swabs Blood agar ThayerMartin agar without inhibitors ThayerMartin agar (with inhibitors) 35 ± 2°C with CO2. Inoculate with the swab, a portion of the sample on top of each of the plates and striate in 3 or 4 quadrants with the sterile loop. Suspected oxidase-positive colonies for N. gonorrheae that grow on Thayer-Martin agar with inhibitors should be confirmed using biochemical tests and AST. 8. Bacterial identification Biochemical tests Once the suspected organism is isolated, identification is confirmed by using the appropriate Gram stain, identification algorithm and biochemical tests where necessary. In this document, only the procedure for the most frequent pathogens are included. Unusual pathogens should be referred to NCLE for characterization using the isolate referral form (Annex 2). To perform the biochemical identification tests, perform a dense microorganism suspension from a fresh and pure bacterial growth (18 to 24 hours) in 0.85% saline solution and inoculate in each of the biochemical tests. Incubate at 35 ± 2°C for 18 to 24 hours and read the results using appropriate bibliography. Gram-positive cocci identification After 16 to 24 hours incubation in 35°C under CO2 conditions, agar plates should be inspected for suspected colonies, and a Gram stain must be performed. When Gram-positive cocci are clearly identified, a catalase test should then be performed using positive and negative controls. Morphological characteristics that allow suspecting the growth of Gram-positive cocci in the agar plates are the following:
12 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR z Size – Staphylococcus spp. colonies are usually 1 to 3 mm. Streptococci vary in size from < 0.5 mm (S. anginosus group), 0.5 – 1 mm (beta-hemolytic streptococci e.g. S. pyogenes, S. agalactiae), to 1 to 2 mm (S. pneumoniae, Group D streptococci and enterococci). z Colour – Staphylococcus spp. is usually opaque and white/cream; S. aureus may appear golden on blood agar. Staphylococci appear white, except for S. saprophyticus which appears yellow. Streptococci are usually translucent, transparent or grey in colour. z Shape – Most staphylococci have dome-shaped or flat colonies. Most streptococci have domeshaped colonies, but S. pneumoniae later develops a central area of depression described as “draughtsman” appearance due to autolysis. Some S. aureus and S. pneumoniae virulent strains may be mucoid in appearance due to production of an extracellular capsule. z Growth on selective media – Gram-positive cocci will not grow on most selective media, such as MacConkey agar or Thayer-Martin agar. z Hemolysis – For streptococci, clinical identification is based partly on their hemolytic reactions on blood agar, so it is very important to describe the type of hemolysis: { Alpha-hemolytic: partial lysis of the red blood cells surrounding a colony causing a greenish discolouration of the medium e.g. S pneumoniae, “viridans” streptococci or Enterococcus spp. { Beta-hemolytic: complete lysis of the red blood cells surrounding a colony, causing a clearing of the blood from the medium e.g. S pyogenes, S. agalactiae, Group C and Group G streptococci. { Gamma-hemolytic: non-hemolytic colonies i.e. no colour change or clearing of the medium. Staphylococcus aureus is usually beta-hemolytic in blood agar, and most coagulase-negative Staphylococcus species are gamma-hemolytic. After observing the initial characteristics of the isolate (growth in agar, gram stain and catalase), the identification algorithm for Gram-positive cocci should be followed (Annex 3). Gram-negative bacilli identification After 16 to 24 hours of incubation in 35°C under aerobic conditions, agar plates should be inspected for suspected colonies, and performing a Gram stain is recommended. When Gramnegative bacilli are clearly identified, an oxidase test should then be performed using positive and negative controls. Morphological characteristics that allow suspecting the growth of Gramnegative bacilli in the agar plates are the following: z Size – Gram-negative bacilli have medium to large colonies, usually larger than those of Gram-positive cocci. z Color – On non-selective media, most Gram-negative bacilli have a greyish or cream color; Serratia marcescens colonies produce pink colonies on nutrient agar, and Pseudomonas species produce green colonies. z Shape – Most Gram-negative species have round shaped colonies and defined, regular borders with some exceptions. Shigella species may present irregular borders on MacConkey agar, Pseudomonas species presents undulant borders on blood agar and mucous isolates of
13 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Klebsiella pneumoniae and Pseudomonas aeruginosa present irregular borders on selective media such as MacConkey agar. z Growth on selective media – Gram-negative bacilli will grow well on selective media, such as MacConkey agar, SS agar and TCBS agar. In each medium, the color of the colonies will vary according to carbohydrate and aminoacid consumption and production of hydrogen sulfide. z Hemolysis – Enterobacteriaceae and Pseudomonas species are beta-hemolytic in blood agar. Acinetobacter species are gamma-hemolytic. After observing the initial characteristics of the isolate (growth in agar, Gram stain and oxidase), biochemical tests (urea, TSI, SIM, Simmons’ citrate, MR-VP, Lysine, Ornithine and Arginine) and AST are performed and the identification algorithm of Gram-negative bacilli should be followed (Annex 4). 9. Susceptibility testing z Remove the Mueller Hinton agar plates and disk vials from the refrigerator and allow them to reach room temperature before use. z The inoculum for the agar diffusion can be prepared by the method of direct colony suspension method or log phase growth. Once prepared, mix the tube and adjust turbidity visually with sterile saline solution to achieve the turbidity of a 0.5 McFarland standard (1 to 2 x 108 CFU/ mL). z Once the suspension inoculum is standardized, do not allow for more than 15 minutes to pass before inoculating the plates. Use a sterile cotton swab, insert it into the suspension and then press against the upper walls of the tube to remove excess inoculum; then inoculate the entire surface of the agar plate with the swab three times, rotating the Mueller Hinton agar plate approximately 60° between each inoculation. This ensures a good distribution of the inoculum. Once inoculated, allow some minutes to pass (but not longer than 15 minutes) for the inoculum to be absorbed into the agar before applying the antibiotic disks. z Apply the disks to the surface of the Mueller Hinton agar using sterile tweezers, applying a slight pressure on the top of the disk to ensure full contact of the disk with the agar and place no more than seven disks on the plate; do not move the disks once they have come into contact with the agar surface. Do not allow more than 15 minutes to elapse between the placement of the disks and incubation of the plates. z For incubation, invert the plates and incubate for 16 to 18 hours at 35 (± 2°C) under aerobic conditions. z Following incubation, read the plates only if they have a layer of confluent growth. Read the halos of inhibition on a dark surface using reflected light. Inhibition halos should be measured at the bottom of the plate using a caliber or a millimeter ruler. When strains of Proteus spp. are tested, ignore the veil and measure the inhibition zone present below it. When inhibition zones for co-trimoxazole are measured, disregard slight growth inside the zone of inhibition (20% or less of normal growth) and measure the edge of the most obvious margin area. The growth of small colonies within the halo of inhibition may represent a mixed
14 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR culture or resistant variants, so you must sub-culture one of these colonies to another plate medium, identify and test the susceptibility again; if the growth of small colonies inside the inhibition halo persists, measure the free internal zone of colonies. z Report of the susceptibility results must be made using the current year’s EUCAST document for the interpretation of the inhibition halos for each microorganism and antimicrobial agent. The report should be expressed in categorical outcomes as sensitive (S), intermediate (I) or resistant (R). z Refer to Annex 5 for supplementary AST breakpoints for Neisseria gonorrheae and Salmonella spp.
15 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR 10. Annexes Annex 1. Culture request form for surveillance sites Culture Request Form For AMR surveillance 1. Hospital name: □ Khammouane Hospital □ Luang Namtha Hospital □ Luang Prabang Hospital □ Mahosot Hospital □ Salavan Hospital □ Setthathirath Hospital □ Xieng Khouang Hospital 2. Hospital ward: _____________________ 3. Hospital ID Number: ____________ 4. Patient’s name: ____________________ 5. Patient’s family name: ___________ 6. Date of birth: ______________________ 7. Age: _____________ 8. Sex: _____ 9. Presumptive diagnosis and symptoms: Presumptive diagnosis Symptoms □ Sepsis/ bacteremia □ fever or history of fever □ hypothermia (< 36˚C) □ chills □ apnoea □ bradycardia □ hypotension □ tachycardia tachypnea □ altered consciousness □ simplified SOFA2 score ≥ 2 □ other:............................ □ UTI □ fever or history of fever □ hypothermia (< 36˚C) □ urinary urgency □ increased urinary frequency □ dysuria □ suprapubic tenderness □ turbid urine □ abnormalities on urinary dipstick □ other:..................... □ Bacterial gastroenteritis □ Typhoid □ fever or history of fever □ hypothermia (< 36˚C) □ loose stools > 3 times/day □ vomiting □ dehydration (in children) □ other:...................... □ Gonorrhea □ burning pain on urination □ purulent discharge □ pain during sexual intercourse □ pelvic pain □ other:................ □ Other ……………… symptoms: ………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………… 10. Onset date: ____________________11. Hospital admission date:________________ 12. History of antibiotic usage within 14 days: □ Yes □ No □ Unknown 13. Current antibiotic treatment: ____________________________________________ 14. Specimen type: □ Blood □ Urine □ Stool □ Urethral/endocervical swab 15. Specimen collected by: _______ 16. Time of specimen collection: ____________ 17. Date of specimen collection and form completion: __________________________ 18. Culture requested by: ___________ 19. Recorded by: ____________________ 20. Specimen sent by: _____________ 21. Specimen received by: _______________ 22. Lab receipt time: _____________ 23. Specimen ID number: _________________
16 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Annex 2. Isolate referral form to NCLE Isolate Referral Form For AMR surveillance A. Patient information B. Isolate information C. For NCLE Use Hospital name: □ Khammouane Hospital □ Mahosot Hospital □ Luang Namtha Hospital □ Luang Prabang Hospital □ Salavan Hospital □ Setthathirath Hospital □ Xieng Khouang Hospital 2. Patient’s given name: _________________ 3. Patient’s family name: _________________ 4. Hospital ID Number: ________________ 5. Date of birth: ______________________ 6. Age: ____ 7. Sex: _______ 8. Symptoms: □ fever or history of fever □ hypothermia (< 36˚C) □ chills □ apnoea □ bradycardia □ tachycardia □ tachypnea □ altered consciousness □ simplified SOFA2 score ≥ 2 □ hypotension □ urinary urgency □ increased urinary frequency □ dysuria □ suprapubic tenderness □ abnormalities on urinary dipstick □ loose stool > 3 times/day □ vomiting □ dehydration (in children) □ turbid urine □ burning pain on urination □ purulent discharge □ pain during sexual intercourse □ pelvic pain □ other:________________ 9. Date when symptoms started: ______________ 10. Hospital admission date:_________________ 11. Presumptive diagnosis: □ diarrhea □ typhoid □ septicemia □ UTI □ STD □ other:___________ 12. History of antibiotic usage: □ Yes □No □ Unknown 13. Antibiotic treatment: ____________________________________________________________ 14. Specimen/Isolate number: __________________ 15. Isolate inoculation date: _______________ 16. Stock isolate date: ____________________________________ 17. Specimen type: □ Blood □ Urine □ Stool □ Urethral/endocervical swab 18. Reason for referral: □ Confirmation □ QA/QC 19. Presumptive isolate identification:___________________________________________________ 20. Isolate AMR pattern: □ MRSA □ ESBL □ CRE □ None □ other:__________________________ 21. Laboratory contact information: _____________ 22. Isolate sent to NCLE date:_______________ 23. NCLE isolate reference number: ____________ 24. Reception date: _________________ 25. Isolate received by: ____________________________________
17 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Annex 3. Gram-positive cocci identification algorithm
18 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Annex 4. Gram-negative bacilli identification algorithm
19 Protocol for an Antimicrobial Resistance (AMR) Surveillance System in Lao PDR Annex 5. Supplementary AST breakpoints a. Neisseria gonorrheae For Neisseria gonorrheae isolates there are no current EUCAST breakpoints for disk diffusion antibiograms, therefore the following testing conditions and breakpoints will be used for surveillance in Lao PDR: b. Salmonella spp. For Salmonella spp. the preferred method for testing fluoroquinolone resistance is to determine the ciprofloxacin MIC. For laboratories that do not have this methodology implemented, test for resistance using ciprofloxacin 5 ug disks and the following breakpoints in Lao PDR. Ciprofloxacin resistance of all Salmonella typhi isolates will be confirmed at NCLE: Neisseria gonorrheae GC agar base and 1% defined growth supplement. Incubate 36°C ± 1, 5% CO2, 20-24 hours Concentration (ug) S I R Penicillin Penicillin 10U ≥47 27-46 ≤26 Cephalosporins Ceftriaxone 30 ≥35 - - Cefixime 5 ≥31 - - Aminocyclitols Spectinomycin 30 ≥18 15-17 ≤14 Fluoroquinolones Ciprofloxacin 5 ≥41 28-40 ≤27 Salmonella spp. Mueller Hinton agar. Incubate 35°C ± 2, ambient air, 16-18 hours Concentration (ug) S I R Ciprofloxacin 5 ≥ 31 21-30 ≤ 20